Журнал "Биология внутренних вод"
№ 4 за 2023 год
ГОЛУБ Д.*1, ДМИТРОВИЧ Д.1, ЛОЛИЧ С.1, ШУКАЛО Г.1, ДЕКИЧ Р.1, ТОШИЧ Р.1
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ПОКАЗАТЕЛИ КАЧЕСТВА ВОДЫ ДРЕНОВСКОГО ВОДОХРАНИЛИЩА (БОСНИЯ И ГЕРЦЕГОВИНА)
1 Баня-Лукский университет, факультет естественных наук и математики, 78000 Баня-Лука, Босния и Герцеговина
e-mail: *dragojla.golub@pmf.unibl.org
В работе рассмотрено состояние биоты Дреновского водохранилища в Боснии и Герцеговине (B&H) как показателя качества воды. Дреновское водохранилище выполняет множество функций: защищает бассейн р. Виджака от наводнений, обеспечивает водой рыбный пруд Прнявор, а также является объектом спортивной рыбалки. Принимая во внимание многофункциональность этого водохранилища и скудность данных о его биоте, в 2017 г. проведены исследования фитопланктона, зоопланктона, макрозообентоса и ихтиофауны. На основании полученных результатов (качественный и количественный состав, сапробный индекс Пантле–Букк, индекс Шеннона) установлено, что вода Дреновского водохранилища по состоянию сообществ фитопланктона и зоопланктона соответствует переходу от олигосапробных вод к бета-мезосапробным, по состоянию макрозообентоса и ихтиофауны относится к категории бета-мезосапробной. Выявлено малое количество представителей фитопланктона (качественно и количественно), а также отсутствие видов, характерных для данного типа водных экосистем в наблюдаемый период. Состояние таксонов макрозообентоса связано со свойствами субстрата, на котором он находится. Ихтиоценоз характеризуется небольшим числом видов и небольшим числом особей этих видов.
Ключевые слова: ДРЕНОВСКОЕ ВОДОХРАНИЛИЩЕ, КАЧЕСТВО ВОДЫ, БИОТА (ФИТОПЛАНКТОН, ЗООПЛАНКТОН, МАКРОЗООБЕНТОС, ИХТИОФАУНА).
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040095
ГЕНКАЛ С. И.1, ГАБЫШЕВ В. А.2
РАСШИРЕНИЕ ФЛОРИСТИЧЕСКОГО СПЕКТРА ДИАТОМОВЫХ ВОДОРОСЛЕЙ (BACILLARIOPHYTA) ТУНДРОВЫХ ВОДОЕМОВ СОПРЕДЕЛЬНЫХ ТЕРРИТОРИЙ УСТЬ-ЛЕНСКОГО ЗАПОВЕДНИКА (ЯКУТИЯ, РОССИЯ) С ПОМОЩЬЮ ЭЛЕКТРОННОЙ МИКРОСКОПИИ
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Институт биологических проблем криолитозоны Сибирского отделения Российской академии наук, Якутск, Россия
e-mail: genkal47@mail.ru
С применением электронной микроскопии в 14 разнотипных тундровых водоемах, расположенных в окрестностях Усть-Ленского государственного заповедника, севернее Полярного круга, на северной экспозиции склона Приморского кряжа (восточный отрог Хараулахского хребта Верхоянской горной системы) выявлено 435 диатомовых водорослей из 78 родов. Среди них 24 таксона видового ранга и один таксон родового – новые для флоры России. Большинство выявленных новых для флоры России видов встречается в олиготрофных водоемах и водотоках Европы. Зафиксированы 66 диатомовых водорослей из 28 родов, определенных только до рода, большинство из которых относится к Planothidium (7) и Gomphonema (10).
Ключевые слова: НОВЫЕ ВИДЫ, ДИАТОМОВЫЕ ВОДОРОСЛИ, ФИТОПЛАНКТОН, ФИТОБЕНТОС, ЭЛЕКТРОННАЯ МИКРОСКОПИЯ, ТУНДРОВЫЕ ВОДОЕМЫ, УСТЬ-ЛЕНСКИЙ ЗАПОВЕДНИК, ЯКУТИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S032096522304006X
НАУМОВА Т. В.1, ГАГАРИН В. Г.2
HOFMAENNERIA BAIKALENSIS SP. N. И PARATRILOBUS LONGISOMUS SP. N. (NEMATODA) ИЗ ОЗ. БАЙКАЛ
1 Лимнологический институт Сибирского отделения Российской академии наук, Иркутск, Россия
2 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
e-mail: tvnaum@lin.irk.ru; gagarin@ibiw.ru
Приведено иллюстрированное описание двух новых для науки видов свободноживущих нематод, обнаруженных в оз. Байкал: Hofmaenneria baikalensis sp. n. и Paratrilobus longisomus sp. n. Первый вид наиболее близок к Hofmaenneria keoladeoensis Khan et al., 2005, H. niddensis (Skwarra, 1921) Schneider, 1940 и H. sitnikovae Gagarin, Naumova, 2010, но отличается от этих трех видов наличием кристаллов в полости тела и трех овальных кардиальных желез. Paratrilobus longisomus sp. n. по размерам тела близок к P. expugnator (Tsalolikhin, 1976) и P. rapis Gagarin, 1991, но отличается от них относительно более коротким и менее стройным хвостом и наличием субтерминальной щетинки на кончике хвоста.
Ключевые слова: НОВЫЕ ВИДЫ, СВОБОДНОЖИВУЩИЕ НЕМАТОДЫ, СИСТЕМАТИКА, МОРФОЛОГИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Алексеев В.М. 1983. Систематическое положение рода Hofmaenneria (Nematoda, Monhysterida) и два новых вида этого рода из озера Ханка // Зоол. журн. Т. 62. Вып. 11. С. 1605.
2. Гагарин В.Г. 1991. Нематоды семейства Tobrilidae (Enoplida) из водоемов Заполярья // Зоол. журн. Т. 70. Вып. 9. С. 11.
3. Гагарин В.Г., Наумова Т.В. 2022. Обзор рода Hofmaenneria Gerlach, Meyl, 1957 (Nematoda, Monhysterida) // Амурский зоол. журн. Т. 14. № 1. С. 131. https://www.doi.org/10.33910/2686-9519-2022-14-1-131-138.
4. Цалолихин С.Я. 1976. Новые виды байкальских нематод отряда Enoplida // Зоол. журн. Т. 55. № 3. С. 346.
5. Andrássy I. 2005. Free-living nematodes of Hungary (Ne-matoda, errantia). V. 1. Hungarian Natural History Museum and Systematic Zoology Research Group of the Hungarian Academy of Sciences. Budapest.
6. Andrássy I. 2007. Free-living nematodes of Hungary (Ne-matoda Errantia). V. 2. Hungarian Natural History Museum and Systematic Zoology Research Group of the Hungarian Academy of Sciences. Budapest.
7. Coomans A., Eyualem-Abebe. 2005. Order Monhysterida // Freshwater nematodes: Ecology and Taxonomy. Wallingford: CABI Publishing. P. 574.
8. Gerlach S.A., Meyl A.H. 1957. Freilebenden Nematoden aus dem Ohrid See // Beafortia series of Miscellaneous Publication // Zoological Museum of Amsterdam. Bd 5(59). S. 157.
9. Gerlach S.A., Riemann F. 1973. The Bremerhaven Checklist of Aquatic Nematodes. Veröffentlichungen des Instituts für Meeresforschung in Bremerhaven, Suppl. 4. P. 1.
10. Khan R., Husain A., Sultana R., Tahseen Q. 2005. Description of two new Monhysterida species (Nematoda) from Keoladeo Natural Park, Rajasthan, India // Nematol. Mediterranean. V. 33. P. 67.
11. Mulvey R.H. 1969. Soil-inhabiting nematodes of the orders Araeolaimida, Chromadorida, Enoplida and Monhysterida from the Canadian high Arctic // Can. J. Zool. V. 47. P. 365.
12. Naumova T.V., Gagarin V.G. 2020. Two new nematode species of the genus Paratrilobus Micoletzky, 1922 (Nematoda, Triplonchida) from the water area of Lake Baikal (Russia) // European J. Taxon. V. 723. P. 159. https://doi.org/10.5852/ejt.2020.723.1151.
13. Nemys eds. 2022. Nemys: World Database of Nematodes. Hofmaenneria Gerlach & Meyl, 1957. Accessed at: https://nemys.ugent.be/aphia.php?p=taxdetails&id= 582940 on 2022-10-13.
14. Skwarra E. 1921. Diagnosen neuer freilebender Nematoden Ostpreussens // Zoologischer Anzeiger. V. 53. № 1. P. 66.
15. WoRMS Editorial Board 2022. World Register of Marine Species. Available from https://www.marinespecies.org at VLIZ. Accessed 2022-10-13. https://doi.org/10.14284/170.
16. Zullini A. 2006. Order Triplonchida // Freshwater nematodes // Ecol. and Taxon. Wallingford: CABI-Publishing. P. 293.
КОЖАРА А. В*.1,2, МАВРИН А. С.1, СЛЫНЬКО Е. Е.1,3, МИРОНОВСКИЙ А. Н.4
СТРУКТУРА ФЕНЕТИЧЕСКОГО РАЗНООБРАЗИЯ И СИСТЕМАТИКА ЯЗЕЙ LEUCISCUS IDUS (CYPRINIFORMES, CYPRINIDAE) ВОДОЕМОВ РОССИИ И СОПРЕДЕЛЬНЫХ СТРАН
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Лаборатория AquaBioSafe, Тюменский государственный университет, Тюмень, Россия
3 Российский биотехнологический университет, Москва, Россия
4 Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова Российской академии наук, Москва, Россия
e-mail: *akozhara@mail.ru
Методами популяционной морфологии изучена структура фенетического разнообразия язя Leuciscus idus (L.) на территории Российской Федерации и некоторых сопредельных стран. Использованы собственные коллекционные и литературные данные по счетным признакам внешней морфологии и осевого скелета, а также формуле глоточных зубов. Основные признаки, вносящие вклад в межпопуляционную дифференциацию – число чешуй в боковой линии, общее число позвонков и число позвонков в отделах позвоночника. Показано, что тесная положительная корреляция первых двух признаков с географической широтой мест обитания связана, в первую очередь, не с прямым воздействием физических факторов, функционально зависящих от широты, а со спецификой формообразования в речных бассейнах и проникновением на север эволюционно более продвинутых форм. Полученные результаты обсуждаются в свете эволюционных тенденций в подсемействе ельцовых и позволяют поставить вопрос о таксономической ревизии этого вида в его современном объеме и выделении туркестанского язя L. idus oxianus в качестве самостоятельного вида.
Ключевые слова: ПРЕСНОВОДНЫЕ РЫБЫ, CYPRINIDAE, LEUCISCINAE, МЕРИСТИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ, ВНУТРИВИДОВАЯ ИЗМЕНЧИВОСТЬ, СТРУКТУРА ВИДА, СИСТЕМАТИКА, ФОРМООБРАЗОВАНИЕ, ЭВОЛЮЦИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Атлас пресноводных рыб России. 2003. Т. 1. М.: Наука. ▼ Контекст
2. Берг Л.С. 1905. Рыбы Туркестана. Спб: Типография И. Гольдберга.
3. Берг Л.С. 1912. Фауна России и сопредельных стран. Рыбы (Marsipobranchii и Pisces). Т. 3. Вып. 1. СПб: Изд-во Импер. акад. наук.
4. Берг Л.С. 1949. Рыбы пресных вод СССР и сопредельных стран. Т. 2. М.: Изд-во АН СССР.
5. Богуцкая Н.Г. 1990. Морфологические основы системы карповых рыб подсемейства ельцовых (Leuciscinae, Cyprinidae). Сообщение 2 // Вопр. ихтиологии. Т. 30. № 6. С. 920.
6. Богуцкая Н.Г., Насека А.М. 2004. Каталог бесчелюстных и рыб пресных и солоноватых вод России с номенклатурными н таксономическими комментариями. М.: Тов-во науч. изд. КМК.
7. Бочкарев Н.А. 2009. Морфологическая характеристика язя (Leuciscus idus) из оз. Чаны и приплотинного участка р. Обь // Рыбоводство и рыбн. хоз-во. № 4. С. 4.
8. Бруенко В.П., Мовчан Ю.В., Смирнов А.И. 1974. Морфо-экологическая характеристика язя [Leuciscus idus (Linnè)] Кременчугского водохранилища // Гидробиол. журн. Т. 10. № 5. С. 70.
9. Гундризер А.Н. 1955. Язь Западной Сибири: диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Томск: Томск. гос. ун-т им. В. В. Куйбышева.
10. Ерещенко В.И. 1956. Ихтиофауна бассейна реки Сары-Су // Cб. работ по ихтиологии и гидробиологии. Алма-Ата: АН КазССР. № 1. С. 94.
11. Карасев Г.Л. 1987. Рыбы Забайкалья. Новосибирск: Наука.
12. Кесслер К.Ф. 1877. Рыбы, водящиеся и встречающиеся в Арало-каспийско-понтийской ихтиологической области // Тр. Арало-Каспийской экспедиции. Вып. 4. Прил. к Тр. Санкт-Петербург. общ-ва естествоиспыт. Санкт-Петербург.
13. Кириллов Ф.Н. 1972. Рыбы Якутии. М.: Наука.
14. Кожара А.В., Изюмов Ю.Г., Касьянов А.Н. 1996. Общая и географическая изменчивость числа позвонков у некоторых пресноводных рыб // Вопр. ихтиологии. Т. 36. № 2. С. 179.
15. Кожара А.В. 2005. Особенности строения осевого скелета в некоторых группах родов ельцовых рыб (Cyprinidae, Leuciscinae) // Вопр. ихтиологии. Т. 45. № 5. С. 594.
16. Кожара А.В. 2010. О таксономическом статусе армянской густеры Blicca bjoerkna derjavini (Dadikyan, 1970) // Экология оз. Севан в период повышения его уровня. Результаты исследований Российско-Армянской биологической экспедиции по гидроэкологическому обследованию оз. Севан (Армения) (2005–2009 гг.). Махачкала: Наука ДНЦ. С. 243.
17. Кожара А.В., Маврин А.С., Мироновский А.Н. 2020. Структура фенетического разнообразия и систематика красноперки Scardinius erythrophthalmus (L.) (Cypriniformes, Cyprinidae) водоeмов России и сопредельных стран // Биология внутр. вод. № 6. С. 538.https://doi.org/10.31857/S0320965220060121.
18. Козьмин Ю.А. 1958. К морфологии язя Средней Камы // Изв. ЕНИ при Пермском гос. ун-те. Т. 14. № 2. С. 59.
19. Колпаков Н.В. 2016. Продукция рыб в эстуариях Приморья // Изв. ТИНРО. Т. 184. С. 3. https://doi.org/10.26428/1606-9919-2016-184-3-22.
20. Левин Б.А. 2011. Об онтогенетических причинах и механизмах изменчивости числа чешуй у рыб // Онтогенез. Т. 42. № 3. С. 220.
21. Меньшиков М.И. 1929. Рыбы реки Камы и ее долины в окрестностях города Перми // Изв. Биол. науч.-исслед. ин-та и биолог. станции при Пермском гос. ун-те. Т. 6. № 8. С. 377.
22. Меньшиков М.И. 1948. Рыбы бассейна Оби. Дис. … докт. биол. наук. Пермь: Пермск. гос. ун-т.
23. Митрофанов В.П., Дукравец Г.М., Сидорова А.Ф., Солонинова Л.Н. и др. 1987. Рыбы Казахстана. Карповые. Т. 2. Алма-Ата: Наука Казахской ССР.
24. Мовчан Ю.В., Смiрнов А.I. 1981. Короповi // Фауна Украïни. Т. 8. Риби. Вип. 2. Ч. 1. Київ: Наукова думка.
25. Никольский Г.В. 1931. Рыбы среднего и нижнего течения р. Чу. // Ежегодник Зоологического музея АН СССР. Т. XXXII. С. 227.
26. Никольский Г.В. 1940. Рыбы Аральского моря. М.: Красный пролетарий.
27. Пивнев И.А. 1963. Материалы по биометрии и биологии туркестанского язя и киргизского ельца из басс. р. Чу // Ихтиологический сборник. Фрунзе: Киргизский гос. ун-т. С. 65.
28. Правдин И.Ф. 1939. Руководство по изучению рыб. Л.: ЛГУ.
29. Промоторова Е.Ю. 2019. Экология карповых рыб бассейна нижнего Иртыша. Тамбов: ООО “Консалтинговая компания Юком”.
30. Смирнов С.В., Дзержинский К.Ф., Лeвин Б.А. 2006. О зависимости числа чешуй в боковой линии у африканского усача Barbus intermedius (Cyprinidae) от скорости онтогенеза: данные эксперимента // Вопр. ихтиологии. Т. 46. № 1. С. 134.
31. Татарко К.И. 1968. Влияние температуры на меристические признаки рыб // Вопр. ихтиологии. Т. 8. № 3(50). С. 425.
32. Шапошникова Г.Х. 1964. Биология и распределение рыб в реках уральского типа. М.: Наука.
33. Шерышова А.В., Ефимов С.Б. 2014. О внутривидовой структуре язя Leuciscus idus (L., 1758) нижней Оби и нижнего Иртыша // Вест. рыбхоз. науки. Т. 1. № 3. С. 70.
34. Ядренкина Е.Н., Интересова Е.А., Ядренкин А.В., Хакимов Р.М. 2005. К вопросу о пространственной дифференциации популяций карповых рыб оз. Чаны (Западная Сибирь). Особенности изменчивости остеометрических признаков речной и озерной групп язя Leuciscus idus и плотвы Rutilus rutilus (сем. Cyprinidae) // Сиб. экол. журн. Т. 2. С. 293.
35. Яковлев В.Н., Изюмов Ю.Г., Касьянов А.Н. 1981. Фенетический метод исследования популяций карповых рыб // Биол. науки. № 2. С. 98.
36. Яковлев В.Н., Изюмов Ю.Г. 1982. Морфологическая изменчивость и внутривидовая структура волжского леща // Экология водных организмов верхневолжских водохранилищ. Л.: Наука. С. 171.
37. Bogutskaya N.G. 1994. A description of Leuciscus lepidus (Heckel, 1843) with comments on Leuciscus and leuciscinae – aspinine relationships (Pisces: Cyprinidae) // Ann. Naturhist. Mus. Wien. V. 96 B. P. 599.
38. Bogutskaya N.G., Coad B.W. 2009. A review of vertebral and fin-ray counts in the genus Alburnoides (Teleostei: Cyprinidae) with a description of six new species // Zoosystematica Rossica. № 18(1). P. 126.
39. Hubbs C.L. 1922. Variations in the number of vertebrae and other meristic characters of fishes correlated with the temperature of water during development // The Ame-rican Naturalist. V. 56. № 645. P. 360.
40. Kottelat M., Freyhof J. 2007. Handbook of European freshwater fishes. Berlin: Publications Kottelat, Cornol and Freyhof.
41. Rohtla M., Vilizzi L., Kováč V., Almeida D. et al. 2020. Review and Meta-Analysis of the Environmental Biology and Potential Invasiveness of a Poorly-Studied Cyprinid, the Ide Leuciscus idus // Reviews in Fisheries Science & Aquaculture. V. 29. № 4. P. 512. https://doi.org/10.1080/23308249.2020.1822280.
СЛЫНЬКО Е. Е.*1,2, КАРПОВА Е. П.3, МИРОНОВСКИЙ А. Н.4, СЛЫНЬКО А. Ю.5, КОЖАРА А. В.1, МАВРИН А. С.1
РАНЕЕ НЕ ИЗВЕСТНЫЕ В ЧЕРНОМ МОРЕ ВИДЫ БЫЧКОВ РОДА POMATOSCHISTUS ПО ДАННЫМ ИЗМЕНЧИВОСТИ ГЕНА 16S РРНК МИТОХОНДРИАЛЬНОЙ ДНК
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования Российский биотехнологический университет, Москва, Россия
3 Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук, Севастополь, Россия
4 Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова Российской академии наук, Москва, Россия
5 Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования Национальный исследовательский Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского, Нижний Новгород, Россия
e-mail: *elena.slynko.76@mail.ru
По данным анализа нуклеотидных последовательностей 16S рРНК мтДНК проведено уточнение таксономического статуса бычков рода Pomatoschistus в Черном море. Среди 12 особей рода Pomatoschistus (Одесский залив и Казачья бухта Севастополя) по гаплотипам гена 16S идентифицированы виды P. marmoratus, P. bathi и P. quagga. При сравнении параметров генетической изменчивости наиболее массового вида Р.marmoratus из Черного моря с популяциями Средиземного моря установлено, что черноморская популяция Р. marmoratus имеет все признаки краевой популяции, что, вероятно, обусловлено относительно недавней натурализацией этого вида в Черном море. Вид P. quagga впервые указан для Черного моря.
Ключевые слова: 16S РРНК МТДНК, POMATOSCHISTUS, ЧУЖЕРОДНЫЙ ВИД, ТАКСОНОМИЧЕСКОЕ РАЗНООБРАЗИЕ, ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ИЗМЕНЧИВОСТЬ, ЧЕРНОЕ МОРЕ, СРЕДИЗЕМНОЕ МОРЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040216
КОМОВА Н. И.1
СВЯЗЬ ПЛОДОВИТОСТИ С КОЛИЧЕСТВОМ ПОЗВОНКОВ У ПЛОТВЫ RUTILUS RUTILUS РЫБИНСКОГО ВОДОХРАНИЛИЩА
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
e-mail: komovanadiv@yandex.ru
Приведены данные по числу позвонков в отделах позвоночника в разных по относительной плодовитости группах плотвы. Среднее значение числа позвонков в туловищном отделе оказалось наименьшим у низкоплодовитых рыб. При сравнении средних значений относительной плодовитости у самок с разным числом позвонков в отделах позвоночника также выделилась группа низкоплодовитых рыб. В ней особи, имевшие 17 позвонков в туловищном отделе, обладали относительной плодовитостью статистически достоверно ниже, а имевшие 16 в хвостовом и в сумме 40 позвонков в позвоночнике – достоверно более высокой плодовитостью, чем особи с другим числом позвонков в этих отделах. У высокоплодовитых самок никаких различий по плодовитости между рыбами, имевшими разное число позвонков в отделах, не отмечено.
Ключевые слова: ПЛОТВА RUTILUS RUTILUS, ОТНОСИТЕЛЬНАЯ ПЛОДОВИТОСТЬ, ОТДЕЛЫ ПОЗВОНОЧНИКА, ЧИСЛО ПОЗВОНКОВ, РЫБИНСКОЕ ВОДОХРАНИЛИЩЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Анохина Л.Е. 1969. Закономерности изменения плодовитости рыб на примере весенне- и осенненерестующей салаки. М.: Наука.
2. Баканов А.И., Кияшко В.И., Сметанин М.М., Стрельников А.С. 1987. Уровень развития кормовой базы и рост рыб // Вопр. ихтиологии. Т. 27. Вып. 4. С. 609.
3. Володин В.М. 1963. Плодовитость плотвы Rutilus rutilus (L.) в Рыбинском водохранилище // Вопр. ихтиологии. Т. 3. Вып. 2(27). С. 266.
4. Володин В.М. 1982. Плодовитость массовых видов рыб Рыбинского водохранилища. 3. Плодовитость плотвы // Биология внутренних вод: Информ. бюл. № 54. Л.: Наука. С. 47.
5. Володин В.М. 1983. Некоторые аспекты изучения плодовитости рыб // Пресноводные гидробионты и их биология // Тр. ИБВВ АН СССР. Вып. 48(51). Л.: Наука. С. 151.
6. Герасимов Ю.В., Столбунов И.А., Лeвин Б.А. и др. 2015. Плотва // Рыбы Рыбинского водохранилища: популяционная динамика и экология. Ярославль: Филигрань. С. 263.
7. Зиновьев Е.А., Треногин А.С. 2005. Плодовитость плотвы Rutilus rutilus (L.) в бассейне р. Камы // Вестн. Пермского ун-та. Биология. Вып. 6. С. 86.
8. Изюмов Ю.Г., Володин В.М., Касьянов А.Н., Яковлев В.Н. 1983. О наследственной обусловленности плодовитости плотвы Рыбинского водохранилища // Тр. ИБВВ АН СССР. Вып. 48(51). С. 163.
9. Изюмов Ю.Г., Касьянов А.Н. 1995. О наследственной обусловленности числа позвонков у плотвы Rutilus rutilus // Вопр. ихтиологии. Т. 35. № 5. С. 594.
10. Кирпичников В.С. 1987. Генетика и селекция рыб. Л.: Наука.
11. Кожара А.В., Маврин А.С., Мироновский А.Н. 2020. Структура фенетического разнообразия и систематика красноперки Scardinius erythrophthalmus (Cypriniformes, Cyprinidae) водоемов и водотоков России и сопредельных стран // Биология внутр. вод. № 6. С. 538. https://www.doi.org/10.31857/S0320965220060121.
12. Комова Н.И. 2005. Внутривидовые особенности морфофункциональных и биохимических показателей фитофильных рыб Рыбинского водохранилища: Дис. … канд. биол. наук. Борок. 186 с. https://www.dissercat.com/content/vnutrividovye-osobennosti-morfofunktsionalnykh-i-biokhimicheskikh-pokazatelei-fitofilnykh-ry.
13. Комова Н.И. 2011. Динамика изменения диаметра ооцитов у плотвы Rutilus rutilus (Cyprinidae) в нерестовый период // Рыбн. хоз-во. № 5. С. 83.
14. Мироновский А.Н. 1991. Особенности изменчивости и популяционной структуры некоторых карповых рыб Волго-Каспийского и сопредельных районов. 1. Популяционная подразделенность // Вопр. ихтиологии. Т. 31. Вып. 4. С. 576.
15. Чеботарева Ю.В. 2018. Аномалии позвоночника и позвонковые фенотипы у сеголеток и двухлеток плотвы Rutilus rutilus (L.) (Cyprinidae, Cypriniformes), развившихся из одной выборки эмбрионов // Тр. ИБВВ РАН. Вып. 84(87). С. 58.https://doi.org/10.24411/0320-3557-2018-10019.
16. Чеботарева Ю.В., Изюмов Ю.Г. 2021. Межгодовая изменчивость морфологических признаков сеголеток плотвы Rutilus rutilus (Cyprinidae) из прибрежья Рыбинского водохранилища у поселка Борок (Ярославская область) // Вопр. ихтиологии. Т. 61. № 6. С. 635. https://doi.org/10.31857/S0042875221060059.
17. Шатуновский М.И. 2006. Некоторые закономерности возрастной и географической изменчивости плодовитости у рыб // Изв. РАН. Сер. Биол. № 2. С. 244.
18. Шатуновский М.И., Рубан Г.И. 2009. Экологические аспекты возрастной динамики показателей воспроизводства рыб // Экология. № 5. С. 339.
19. Aguirre W.E., Walker K., Gideon S. 2014. Tinkering with the axial skeleton: Vertebral number variation in ecologically divergent three spine stickleback populations // Biol. J. Lin. Soc. Lond. V. 113. Is.1. P. 204. https://doi.org/10.1111/bij.12316.
20. Ando D., Mano S., Koide N., Nakajima M. 2008. Estimation of heritability and genetic correlation of number of abdominal and caudal vertebrae in masu salmon // Fish. Sci. V. 74. Is. 2. P. 293. https://doi.org/10.1111/j.1444-2906.2008.01531.x.
21. De Clercq A., Perrott M.R., Davie P.S. et al. 2018. Temperature sensitive regions of the Chinook salmon vertebral column: Vestiges and meristic variation // J. Morphol. V. 279. Is. 9. P. 1301. https://doi.org/10.1002/jmor.20871.
22. Kiso S., Miyake T., Yamahira K. 2012. Heritability and genetic correlation of abdominal and caudal vertebral numbers in latitudinal populations of the medaka Oryzias latipes // Environ. Biol. Fish. V. 93. Is. 2. P. 185. https://doi.org/10.1007/s10641-011-9904-1.
23. Komova N.I. 2016. Comparative analysis of generative parameters of the roach Rutilus rutilus (L., 1758) in the Volga reach of the Rybinsk reservoir // Inland Water Biol. V. 9. № 3. P. 289. https://doi.org/10.1134/S1995082918030069.
24. Krylov V.V., Chebotareva Yu.V., Izyumov Yu. G. 2016. Delayed consequences of extremely low-frequency magnetic fields and the influence of adverse environmental conditions on roach Rutilus rutilus embryos // J. Fish Biol. V. 88. № 4. P. 1283. https://doi.org/10.1111/jfb.12869.
25. Lindsey C.C. 1988. Factors controlling meristic variation // Fish Physiol. V. XI B. San Diego: Academic Press. P. 197.
26. Maxwell E.E., Wilson L.A.B. 2013. Regionalization of the axial skeleton in the ‘ambush predator’ guild – are there developmental rules underlying body shape evolution in ray-finned fishes? // BMC Evol. Biol. V. 13. № 265. P. 1. https://doi.org/10.1186/1471-2148-13-265.
27. Ward A.B., Mehta R.S. 2014. Differential occupation of axial morphospace // Zoology. V. 117. Is. 1. P. 70. https://doi.org/10.1016/j.zool.2013.10.006.
28. Witten P.E., Hall B.K. 2015. Teleost skeletal plasticity: mo-dulation, adaptation, and remodeling // Copeia. V. 103. № 4. P. 1. https://doi.org/10.1643/CG-14-140.
29. Wong S.F.L., Agarwal V., Mansfield J.H. et al. 2015. Independent regulation of vertebral number and vertebral identity by microRNA-196 paralogs // Proceedings of the National Academy of Sciences [PNAS]. V. 112. № 35. P. 1. https://doi.org/10.1073/pnas.1512655112.
30. Yamahira K., Nishida T. 2009. Latitudinal variation in axial patterning of the medaka (Actinopterygii: Adrianichthyidae): Jordan’s rule is substantiated by genetic variation in abdominal vertebral number // Biol. J. Lin. Soc. Lond. V. 96. P. 856.
31. Yamahira K., Nishida T., Arakawa A., Iwaisaki H. 2009. Heritability and genetic correlation of abdominal versus caudal vertebral number in the medaka (Actinopterygii: Adrianichthyidae): genetic constraints on evolution of axial patterning? // Biol. J. Lin. Soc. Lond. V. 96. P. 867.
КОПЫТИНА Н. И.*1, АНДРЕЕВА Н. А.2,3, СИЗОВА О. С.2,3, МОСУНОВ А. А.2, ЕВСТИГНЕЕВ В. П.2, БОЧАРОВА Е. А.4
КОМПЛЕКСЫ ГРИБОВ НА ПЛАСТИНАХ, ПОКРЫТЫХ ПРОТИВООБРАСТАЮЩЕЙ КРАСКОЙ, МОДИФИЦИРОВАННОЙ НАНОЧАСТИЦАМИ
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Севастопольский государственный университет, Севастополь, Россия
3 Институт природно-технических систем, Севастополь, Россия
4 Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук, Севастополь, Россия
e-mail: kopytina_n@mail.ru
В Севастопольской бухте (Черное море) осенью 2021 г. исследованы комплексы грибов на пластинах из оргстекла, окрашенных противообрастающей эмалью Биопласт-52 (контроль) и покрытиях на ее основе, модифицированных наночастицами (НЧ) Zn-FeO, ZnO и Fe-CuО. Идентифицированы 16 видов грибов, относящиеся к семи родам, пяти семействам, пяти порядкам и трем классам отдела Ascomycota. В видовом составе доминировали представители родов Aspergillus (семь видов) и Alternaria (четыре вида). Количество видов грибов, выделенных на субстратах, изменялось от четырех (с НЧ ZnO) до восьми (Биопласт-52 и с НЧ Zn-FeO), по времени экспозиции – от 3 (14-е сут) до 14 видов (61-е сут). На покрытии, модифицированном НЧ Fe-CuO, отсутствовали представители родов Aspergillus и Alternaria. На покрытии с НЧ ZnO обнаружены только виды рода Aspergillus. На этих покрытиях выявлены наименьшие численность и количество видов грибов. Наночастицы Fe-CuO и ZnO усиливали противообрастающие свойства эмали Биопласт-52.
Ключевые слова: ОБРАСТАНИЕ, НАНОЧАСТИЦЫ МЕТАЛЛОВ, ГРИБОСТОЙКОСТЬ, ВИДОВАЯ СТРУКТУРА МИКОКОМПЛЕКСОВ, ЧЕРНОЕ МОРЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Артемчук Н.Я. 1981. Микофлора морей СССР. М.: Наука.
2. Багаева Т.В., Ионова Н.Э., Надеева Г.В. 2013. Микробиологическая ремедиация природных систем от тяжелых металлов. Казань: Казанск. ун-т.
3. Бакина О.В., Глазкова Е.А., Сваровская Н.В. и др. 2018. Магнитные наночастицы Cu/Fe с противоопухолевой активностью // Сиб. онкол. журн. Т. 17. № 1. С. 19. https://doi.org/10.21294/1814-4861-2018-17-1-19-25.
4. Баринова К.В., Власов Д.Ю., Щипарев С.М. и др. 2010. Органические кислоты микромицетов, изолированных с каменистых субстратов // Микология и фитопатология. Т. 44. Вып. 2. С. 137.
5. Баязитова А.А, Глушко Н.И., Лисовская С.А. и др. 2015. Влияние солей Cu2+ на ферментативную активность клинических изолятов Aspergillus niger // Уч. зап. Казанск. ун-та. Серия: Естественные науки. Т. 157. Кн. 4. С 39.
6. Билай В.И., Коваль Э.З. 1988. Аспергиллы. Определитель. Киев: Наукова думка.
7. Карпов В.А., Ковальчук Ю.Л., Полтаруха О.П., Ильин И.Н. 2007. Комплексный подход к защите от морского обрастания и коррозии. М.: Тов-во науч. изд. КМК.
8. Карташов В.Р., Челнокова М.В., Калинина А.А. и др. 2013. Генерация ${\text{O}}_{2}^{ - }$ микроорганизмами и его роль в биологической коррозии металлов // Тр. Нижегород. гос.-техн. ун-та им. Р.Е. Алексеева. № 1(98). С. 242.
9. Копытина Н.И. 2020. Микобиота пелагиали Одесского региона северо-западной части Черного моря // Вестн. Томск. гос. ун-та. Биология. № 52. С. 140. https://doi.org/10.17223/19988591/52/8.
10. Ложкомоев А.С., Бакина О.В., Глазкова Е.А. и др. 2018. Закономерности формирования антимикробных микро/нанокомпозитов при окислении биметаллических наночастиц Al/Zn // Журн. физ. химии. Т. 92. № 12. С. 1958. https://doi.org/10.1134/S0044453718120270.
11. Мартинкевич А.А., Прокопчук Н.Р. 2014. Пигменты для современных лакокрасочных материалов. Минск: Белорус. гос. тех. ун-т.
12. Сабадаха Е.Н., Прокопчук Н.Р. 2014. Разработка биозащитного лакокрасочного материала для внутренних работ по минеральной поверхности // Тр. Белорус. гос. тех. ун-та. Химия, технология орган. веществ и биотехнол. № 4. С. 26.
13. Сабадаха Е.Н., Прокопчук Н.Р., Шутова А.Л. 2016. Принципы снижения экологической нагрузки при окрашивании деревянной поверхности биозащитным лакокрасочным материалом // Тр. Белорус. гос. тех. ун-та. № 4. С. 225.
14. Сахно О.Н., Селиванов О.Г., Чухланов В.Ю. 2018. Биостойкость полимерных материалов и методы ее оценки. Учебное пособие. Владимир: Изд-во Владим. гос. ун-та.
15. Семенов С.А., Гумаргалиева К.З., Заиков Г.Е. 2008. Характеристики процессов и особенности повреждения материалов техники микроорганизмами в условиях эксплуатации // Вестник МИТХТ. Т. 3. № 2. С. 3.
16. Сенаторова Д.Д., Никиян А.Н., Давыдова О.К. 2021. Визуализация и антимикробная активность синтезированных наночастиц металлов в отношении бактерий Escherichia coli и Staphylococcus aureus // Шаг в науку. № 3. С. 21.
17. Терехова В.А. 2007. Микромицеты в экологической оценке водных и наземных экосистем. М.: Наука.
18. Челнокова М.В. 2011. Стимулированная микромицетами коррозия металлов: Автореф. дис. … канд. хим. наук. Нижний Новгород. 25 с.
19. Aldalbahi A., Alterary S., Almoghim R.A.A. et al. 2020. Greener synthesis of zinc oxide nanoparticles: characterization and multifaceted applications // Molecules. № 25(18). P. 4198. https://doi.org/10.3390/molecules25184198.
20. Al-Dossary M.A., Abood S.A., AL-Saad H.T. 2019. Biodegradation of crude oil using Aspergillus species // J. Biol. Agriculture and Healthcare. V. 9. № 4. P. 60. https://doi.org/10.7176/JBAH/9-4-09.
21. Al-Fori M., Dobretsov S., Myint M.T., Dutta J. 2014. Antifouling properties of zinc oxide nanorod coatings // Biofouling. № 30(7). P. 871. https://doi.org/10.1080/08927014.2014.942297.
22. Amend A., Burgaud G., Cunliffe M. et al. 2019. Fungi in the marine environment: open questions and unsolved problems // Ecol. and Evolution. Sci. V. 10(2). e01189-18. https://doi.org/10.1128/mBio.01189-18.
23. Clarke K.R., Gorley R.N, Somerfield P.J., Warwickb R.M. 2014. Change in marine communities: an approach to statistical analysis and interpretation. Plymouth: PRIMER-E.
24. Clarke K.R., Warwick R.M. 2001. A further biodiversity index applicable to species lists: Variation in taxonomic distinctness // Mar. Ecol. Progr. Ser. № 216. P. 265. https://doi.org/10.3354/MEPS216265.
25. De Hoog G.S., Guarro J., Gene J., Figueras M.J. 2000. Atlas of clinical fungi. Utrecht: Reus.
26. Dobretsov S., Al-Shibli H., Maharachchikumbura S.S.N., Al-Sadi A.M. 2021. The Presence of Marine Filamentous Fungi on a Copper-Based Antifouling Paint // Appl. Sci. V. 11. P. 8277. https://doi.org/10.3390/app11188277.
27. Erofeev V.T., Bogatov A.D., Bogatova S.N. et al. 2012. Influence of the operational environment on biological firmness of building composite // Magazine of Civil Engineering. № 33(7). P. 23. https://doi.org/10.5862/MCE.33.3.
28. Jones E.B.G., Pang K.-L., Abdel-Wahab M.A. et al. 2019. An online resource for marine fungi // Fungal Diversity. № 96. P. 347. https://doi.org/10.1007/s13225-019-00426-5.
29. Jones E.B.G., Suetrong S., Sakayaroj J. et al. 2015. Classification of marine Ascomycota, Basidiomycota, Blastocladiomycota and Chytridiomycota // Fungal Diversity. № 73(1). P. 1. https://doi.org/10.1007/s13225-015-0339-4.
30. Lozhkomoev A.S., Lerner M., Pervikov A. et al. 2018. Development of Fe/Cu and Fe/Ag bimetallic nanoparticles for promising biodegradable materials with antimicrobial effect // Nanotechnologies in Russia. V. 13(1–2). P. 18. https://doi.org/10.1134/S1995078018010081.
31. Pathogenic fungi in humans and animals. 2002. New York: CRC Press. https://doi.org/10.1201/9780203909102.
32. Richards T.A., Jones M.D., Leonard G., Bas D. 2012. Marine fungi: their ecology and molecular diversity // Ann. Rev. Mar. Sci. № 4. P. 495. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-120710-100802.
ГЕРАСИМОВ Ю. В.1, ПОДДУБНАЯ Н. Я.2, ВАХНЕНКО А. Ф.3, СЕМЕНОВА А. С.1,4, ЖДАНОВА С. М.1, ЦВЕТКОВ А. И.1, ПАВЛОВ Д. Д.1, БОЛОТОВ С. Э.1, БОРИСЕНКО Э. С.1,5
ВЛИЯНИЕ ВЫСОКОНАПОРНОЙ БРАТСКОЙ ГЭС НА ЗООПЛАНКТОН БРАТСКОГО ВОДОХРАНИЛИЩА
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Череповецкий государственный университет, Череповец, Россия
3 Независимый исследователь, Братск, Россия
4 Атлантический филиал Всероссийского научно-исследовательского института рыбного хозяйства и океанографии, Калининград, Россия
5 Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова Российской академии наук, Москва, Россия
e-mail: -
При изучении экологических эффектов влияния плотины ГЭС на зоопланктон зарегулированного участка р. Ангара и воздействия ската зоопланктона на условия питания рыб Братского водохранилища в вегетационный период 2022 г. было установлено, что значимым фактором экологической дифференциации сообществ планктона верхнего бьефа Братской ГЭС выступает стратификация водной толщи. Относительно прогретого слоя эпилимниона, в холодноводном гиполимнионе развивается специфичный, обедненный видами, малообильный и низкопродуктивный планктон, который поступает в водозаборы плотины. Строгий анализ не выявил трансформации состава сообществ, статистически значимого снижения обилия и продуктивности, повышенной гибели беспозвоночных при транзите через плотину и ухудшения экологического качества воды в нижнем бьефе ГЭС. Скатывающийся из водохранилища зоопланктон (и живой, и мертвый) составляет значительную долю рациона рыб, приближающихся в период нагула максимально близко к ГЭС и образующих скопления, по плотности превышающие таковые на акватории Братского водохранилища. Полученные данные свидетельствует об эффективной адаптации озерно-речного планктоценоза к специфическому природно-техногенному режиму работы крупного гидросооружения. Локальное воздействие Братской ГЭС не имеет экологически значимого негативного эффекта на планктон Братского водохранилища и р. Ангара, оказывает положительное влияние на рыбное население нижнего бьефа, обогащая его кормовую базу.
Ключевые слова: ГЭС, ПЛОТИНА, НЕГАТИВНОЕ ВОЗДЕЙСТВИЕ, ЗООПЛАНКТОН, ОБИЛИЕ, СМЕРТНОСТЬ, РЫБНОЕ НАСЕЛЕНИЕ, РАСПРЕДЕЛЕНИЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Ахметшин И.Ф. 2006. Обоснование экологически безопасных режимов эксплуатации турбин ГЭС: Автореф. дис. … канд. техн. наук: 03.02.16. Братск. 20 с.
2. Балушкина Е.В., Винберг Г.Г. 1979. Зависимость между длиной и массой тела планктонных ракообразных // Экспериментальные и полевые исследования биологических основ продуктивности озер. С. 58. Л.: ЗИН АН СССР.
3. Винберг Г.Г. 1965. Биотический баланс вещества и энергии и биологическая продуктивность водоемов // Гидробиол. журн. Т.1. № 1. С.25.
4. Возобновляемая энергия. Гидроэлектростанции России. 2018. Спб: Изд-во Политехн. ун-та. ▼ Контекст
5. Гвоздарева М.А., Любина О.С., Мельникова А.В. 2021. Развитие планктонных сообществ в Куйбышевском водохранилище в зоне влияния Чебоксарской ГЭС // Российский журн. прикладной экологии. № 3. С. 23. https://doi.org/10.24852/2411-7374.2021.3.23.29.
6. Гладышев М.И., Дубовская О.П., Махутова О.Н. 2003. Живой и мертвый лимнический зоопланктон в верхнем и нижнем бьефах плотины Красноярской ГЭС // Доклады академии наук. Т. 390. № 4. С. 571.
7. Гончаров А.В., Болотов С.Э., Пуклаков В.В. и др. 2022. Вертикальная структура вод и планктон водохранилища в весенний период // Биология внутр. вод. 2022. № 4. С. 395. https://doi.org/10.31857/S0320965222040106.
8. Громова Ю.Ф., Афанасьев С.А., Шевцова Л.В. 2012. Структурная организация зоопланктона трансформированных малых рек // Гидробиол. журн. Т. 48. № 5. С. 20.
9. Дубовская О.П. 2008. Оценка количества мертвых особей рачкового зоопланктона в водоеме с помощью окрашивания проб анилиновым голубым: методические аспекты применения // Журн. Сиб. Федерального ун-та. Сер. Биология. № 2. С. 145.
10. Дубовская О.П., Гладышев М.И., Махутова О.Н. 2004. Сток лимнического зоопланктона через высоконапорную плотину и его судьба в реке с быстрым течением (на примере плотины Красноярской ГЭС на р. Енисей) // Журн. общей биологии. Т. 65. №. 1. С. 81.
11. Кожова О.М., Башарова Н.И. 1984. Продуктивность Ангарских водохранилищ // Биологические ресурсы гидросферы и их использование. С. 175.
12. Коровчинский Н.М., Котов А.А., Синeв А.Ю. и др. 2021. Ветвистоусые ракообразные (Crustacea: Cladocera) Северной Евразии. Т. 2. М.: Тов-во научн. изданий КМК.
13. Крупа Е.Г. 2008. Зоопланктон реки Сырдарьи как индикатор антропогенного воздействия // Экология и гидрофауна трансграничных водоемов Казахстана. Алматы: Бастау.
14. Кутикова Л.А. 1970. Коловратки фауны СССР. Л.: Наука.
15. Лашков А.С., Постоев В.С. 1988. Почему гибнут реки // Природа и человек. № 4. С. 42.
16. Лепская Е.В., Бонк Т.В., Тепнин О.Б. и др. 2022. К вопросу о методических подходах к оценке влияния малой ГЭС на зоопланктон реки // Чтения памяти В.И. Жадина: к 125-летию со дня рождения. Тез. докл. I Всерос. науч. конф. (с междунар. участием). С. 44.
17. Логинов В.В., Гелашвили Д.Б. 2016. Вред водным биологическим ресурсам водохранилищ Волжско-Камского каскада от воздействия гидроэлектростанций // Принципы экологии. № 4. С. 4.
18. Мануковский А.Ю. 2005. Обоснование технологии водного транспорта леса минимизацией воздействия на экосистемы водоемов: Дис. … докт. техн. наук: 05.21.01, 03.00.16. СПб. 305 с.
19. Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Зоопланктон и его продукция. 1982. ▼ Контекст
20. Определитель зоопланктона и зообентоса пресных вод Европейской России. 2010. Т. 1. Зоопланктон. М.: Тов-во научн. изданий КМК. ▼ Контекст
21. Пономарева Ю.А., Постникова П.В. 2017. Временная динамика структурных и функциональных характеристик Енисейского фитопланктона в нижнем бьефе Красноярской ГЭС // Вестник Томск. гос. ун-та. Биология. № 38. С. 167.
22. Семенова А.С. 2010. Индикаторная роль зоопланктона в оценке экологического состояния Куршского залива: Дис. … канд. биол. наук: 03.02.08. Борок. 280 с.
23. Сорокин Ю.И. 1990. К оценке смертности планктона в гидротурбинах высоконапорных ГЭС // Журн. общей биологии. Т. 51. № 5. С. 682.
24. Спиглазова Г.Н. 1981. Зоопланктон // Планктон Братского водохранилища. Новосибирск: Наука. С. 92.
25. Телеш И.В. 1986. Трансформация озерного зоопланктона в реках // Доклады АН СССР. Т. 291. № 2. С. 495.
26. Тимохина А.Ф. 1978. Зоопланктон в нижнем бьефе Волжской ГЭС им. В.И. Ленина в 1974–1975 гг. // Биология внутренних вод: Информ. бюл. № 37. С. 33.
27. Шевелева Н.Г., Пастухов М.В. 2009. Зоопланктон Братского водохранилища в 2006–2007 гг. // Бюл. Москов. об-ва испыт. природы. Отдел биол. Т. 114. № 6. С. 9.
28. Шевелева Н.Г., Поповская Г.И., Пастухов М.В. и др. 2012. Оценка современного состояния зоопланктона заливов Братского водохранилища // Бюл. Москов. об-ва испыт. природы. Отдел. биол. Т. 117. Вып. 4. С. 37.
29. Шушкина Э.А. 1966. Соотношение продукции и биомассы зоопланктона // Гидробиол. журн. Вып. 2. № 1. С. 27.
30. Щукина А.М. 2021. Зоопланктон р. Волга в пределах Волгоградской области (по материалам 2020 года) // Современные проблемы и перспективы развития рыбохозяйственного комплекса. С. 206. М.: Всерос. научно-иссл. ин-т рыбн. хоз-ва и океаногр.
31. Akopian M., Garnier J., Pouirrot R. 1999. A large reservoir as a source of zooplankton for the river: structure of the populations and influence of fish predation // J. Plankton Res. V. 31. № 2. P. 285.
32. Alhassan E.H., Ofori-Danson P.K., Samman J. 2015. Ecological impact of river impoundment on zooplankton // Zool. and Ecol. V. 25. № 2. P. 136.
33. Bickel S.L., Hammond J.D.M., Tang K.W. 2011. Boat-generated turbulence as a potential source of mortality among copepods // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. V. 401. P. 105.
34. Bickel S.L., Tang K.W., Grossart H.P. 2008. Use of aniline blue to distinguish live and dead crustacean zooplankton composition in freshwaters // Freshwater Biol. V. 54. № 5. P. 971.
35. Cada G.F. 1990. A Review of Studies Relating to the Effects of Propeller-Type Turbine Passage on Fish Early Life Stages // N. Am. J. Fish. Manage. V. 10. № 4. P. 418.
36. Chang K.H., Doi H., Imai H. et al. 2008. Longitudinal changes in zooplankton distribution below a reservoir outfall with reference to river planktivory // Limnology. V. 9. P. 125.
37. Rozon R.M., Bowen K., Niblock H. et al. 2016. Assessment of the phytoplankton and zooplankton populations in the Niagara River (Canada) Area of Concern in 2014 // Can. Tech. Rep. Fish. Aquat. Sci. iv + 66 p.
38. Rozon R.M., Bowen K.L., Niblock H.A. et al. 2018. It goes with the flow: Size mediated plankton attenuation through the Niagara River connecting channel // J. Great Lakes Research. V. 44. № 6. P. 1327.
39. Ruttner-Kolisko A. 1977. Suggestion for biomass calculation of planktonic rotifers // Arch. Hydrobiol. Ergebn. Limnol. H. 8. S. 71.
40. Schlezinger D.R., Taylor C.D., Howes B.L. 2013. Assessment of zooplankton injury and mortality associated with underwater turbines for tidal energy production // Mar. Technol. Soc. J. V. 47. № 4. P. 142.
41. Seepersad B., Crippen R.W. 1978. Use of aniline blue for distinguishing between live and dead freshwater zooplankton // J. Fish Res. Board Canada. V. 35. № 10. P. 1363.
42. Sladecek V. 1973. System of water quality from biological point of view // Arch. Hidrobiol. Bd 7. H. 7. S. 808.
43. Souza C.A.D., Vieira L.C.G., Legendre P. et al. 2019. Damming interacts with the flood pulse to alter zooplankton communities in an Amazonian river // Freshwater Biol. V. 64. № 5. P. 1040.
44. Tang K.W., Gladyshev M.I., Dubovskaya O.P. et al. 2014. Zooplankton carcasses and non-predatory mortality in freshwater and inland sea environments // J. Plankton Res. V. 36. № 3. P. 597.
45. Walks D.J., Cyr H. 2004. Movement of plankton through lake-stream systems // Freshwater Biol. V. 49. P. 745.
ШАЛОВЕНКОВ Н. Н.
МОЛЛЮСК-ВСЕЛЕНЕЦ ANADARA KAGOSHIMENSIS В СТРУКТУРЕ ДОННЫХ СООБЩЕСТВ ШЕЛЬФА КРЫМА
Центр экологических исследований, Севастополь, Россия
e-mail: shaloven@rambler.ru
За пятнадцать лет встречаемость моллюска-вселенца Anadara kagoshimensis (Tokunaga, 1906) в зообентосе шельфа черноморского побережья Крыма выросла с 5 до 17–23%. В то же время доля моллюска-вселенца была незначительной и колебалась в пределах 0.73–23.29% биомассы и 0.19–2.20% численности макрозообентоса в донных сообществах. Моллюск A. kagoshimensis зарегистрирован в сообществах Chamelea gallina , Gouldia minima–Pitar rudis и Gouldia minima . Самостоятельного сообщества анадара здесь не cформировала. Влияние этого моллюска на донные сообщества Крымского шельфа не столь велико, как, например, в северо-западной или восточной частях Черного моря. Видовая структура донных сообществ шельфа Южного Берега Крыма не претерпела значительных изменений по сравнению с 70–80 гг. прошлого века. Заселение и первая регистрация моллюска-вселенца на шельфе Крыма совпадают с изменением в межгодовой тенденции термохалинных характеристик прибрежных вод – со снижением солености и повышением температуры прибрежных вод, особенно в последнее десятилетие.
Ключевые слова: МОЛЛЮСК-ВСЕЛЕНЕЦ, ЗООБЕНТОС, СООБЩЕСТВА, ЧЕРНОЕ МОРЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Головкина Е.М., Набоженко М.В. 2012. Современное состояние донных сообществ Керченского пролива (российский сектор) и заливов Таманского полуострова // Вестн. Южн. науч. центра РАН. Т. 8. № 2. С. 53.
2. Горячкин Ю.Н., Иванов В.А. 2005. Изменчивость солености поверхностных вод в прибрежной зоне Южного берега Крыма // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 12. С. 22.
3. Золотарев П.Н., Терентьев А.С. 2012. Изменения в сообществах макробентоса Гудаутской устричной банки // Океанология. Т. 52. № 2. С. 251.
4. Иванов Д.А., Синегуб И.А. 2008. Трансформация биоценозов Керченского пролива после вселения хищного моллюска Rapana thomasiana и двустворчатых Mya arenaria и Сunearca cornea // Южный научно-исследовательский институт морского рыбного хозяйства и океанографии (ЮгНИРО), Матер. III Междунар. конф. (10–11 октября 2007 г.). Керчь: ЮгНИРО. С. 45.
5. Ильин Ю.П., Репетин Л.Н. 2011. Климатические изменения гидрометеорологического режима северного и восточного побережий Черного моря // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 25. Т. 1. С. 157.
6. Казанкова И.И. 2002. Сезонная динамика личинок двустворок и их вертикальное распределение в прибрежном планктоне внешнего рейда Севастопольской бухты (Черное море) // Экология моря. Вып. 61. С. 59.
7. Киселева М.И. 1981. Бентос рыхлых грунтов Черного моря. Киев: Наукова думка.
8. Киселева М.И. 1992. Сравнительная характеристика донных сообществ у побережья Кавказа. Многолетние изменения бентоса Черного моря. Киев: Наукова думка. C. 84.
9. Ревков Н.К., Болтачева Н.А., Николаенко Т.В., Колесникова Е.А. 2002. Разнообразие зообентоса рыхлых грунтов в прибрежной зоне крымского побережья Черного моря // Океанология. Т. 42. № 4. С. 561.
10. Репетин Л.Н., Ильин Ю.П., Долотов В.В., Липченко М.М. 2009. Современные оценки атмосферных осадков, их вклада в водный баланс Черного моря. Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 18. С. 193.
11. Репетин Л.Н. 2012. Пространственная и временная изменчивость температурного режима прибрежной зоны Черного моря. Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 26. № 1. С. 99.
12. Синегуб И.А. 2006. Макрозообентос. Донные сообщества 1984–2002 гг. Северо-западная часть Черного моря: биология и экология. Киев: Наукова думка. C. 268.
13. Стадниченко С.В., Золотарев В.Н. 2009. Популяционная структура морских двустворчатых моллюсков в районе дельты Дуная в 2007–2008 гг. // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 20. С. 248.
14. Трощенко О.А., Куфтаркова Е.А., Лисицкая Е.В. и др. 2012. Результаты комплексных экологических исследований на акватории мидийно-устричной фермы (Голубой залив, Крым, Черное море) // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 26. № 1. С. 291.
15. Фащук Д.Я., Флинт М.В., Кучерук Н.В. и др. 2012. География макрозообентоса Керченского пролива: динамика распределения, структуры и показателей развития // Изв. РАН. Сер. геогр. № 3. С. 94.
16. Чикина М.В., Колючкина Г.А., Кучерук Н.В. 2003. Аспекты биологии размножения Scapharca inaequivalvis (Bruguiѐre) (Bivalvia, Arcidae) в Черном море // Экология моря. Вып. 64. С. 72.
17. Чикина М.В. 2009. Макрозообентос рыхлых грунтов Северо-Кавказского побережья Черного моря: пространственная структура и многолетняя динамика: Автореф. дис. … канд. биол. наук. Москва. 25 с.
18. Шаловенков Н.Н. 1992. Возможности применения методов многомерной статистики в исследованиях зообентоса // Экология моря. Т. 42. С. 88.
19. Шаловенков Н.Н. 2021. Распределение чужеродных видов зообентоса на шельфе Черного моря. Российский журнал биологических инвазий. № 4. С. 157.
20. Шаловенков Н.Н. 2023.Тенденция возрастания видового богатства макрозообентоса в Севастопольской бухте (Черное море) // Биология внутр. вод. № 3. С. 337. https://doi.org/10.31857/S032096522303021X.
21. Шурова Н.М., Золотарев В.Н. 2007. Структура популяций морских двустворчатых моллюсков в районе дельты Дуная // Экологическая безопасность прибрежной и шельфовой зон и комплексное использование ресурсов шельфа. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика. Вып. 15. С. 556.
22. Abaza V., Dumitrache C., Dumitrescu E. 2010. Structure and distribution of the main molluscs from the Romanian marine areas designated for their growth and exploitation // Recherches Marines. V. 39. P. 137.
23. Balogh J. 1958. Lebensgemeinschaften der Landtiere. Budapest: Akademie Wissenschaft.
24. Chikina M., Kucheruk N. 2004. Contemporary dynamics of coastal benthic communities of the north Caucasian coast of the Black Sea // International Workshop on Black Sea Benthos. Turkey: Turkish Mar. Res. Found. P. 155.
25. Chikina M., Kucheruk N. 2005. Long-term changes in the structure of benthic communities in the northeasten part of the Black Sea. Influence of alien species // Oceanology. V. 45. I. 1. P. 176.
26. Petrova E., Stoykov S. 2013. Biocenological investigations of the macrozoobenthos in the northen part of the Bulga-rian Black Sea coast in depth up to 30 m // Bulgarian J. Agricul. Sci. V. 19. S. 1. P. 16.
27. Shalovenkov N.N. 1997. Peculiarity of spatial distribution of the benthos communities on mud in an estuarine area of Sevastopol Bay (Black Sea) // Muddy Coasrs’ 97 International Conference on hydrology, sedimentology, geochemistry, and ecology of muddy coasts. Wilhelmshaven, Germany, 1–5 September 1997. P. 102.
28. Shalovenkov N.N. 1998. Changing of the Benthic Communities in the Sevastopol Bay Estuary During the Last Eighty Years // NATO TU-Black Sea Project ecosystem modeling as a management tool for the Black Sea. V. 1. P. 301.
29. Shalovenkov N.N. 2022. Distribution of Alien Zoobenthic Species on the Black Sea Shelf. Russ. J. Biol. Invasions. Vol. 13. №. 1. P. 123.
30. Skolka M., Preda C. 2010. Alien invasive species at the Romanian Black Sea coast-Present and perspectives // Travaux du Muséum National d’Histoire Naturelle “Grigore Antipa”. V. 53. I. 1. P. 443.
31. Skolka M., Gomoiu M.-T. 2004. Invasive species in Black Sea. Ecological impact of invasive species in aquatic ecosystems. Constanta: Ovidius Univ. Press.
АРАС СЕВАЛ*1, ФИНДИК ОЗЛЕМ2
ДОННЫЕ МАКРОПОЗВОНОЧНЫЕ Р. КЫЗЫЛЫРМАК (НЕВШЕХИР, ТУРЦИЯ) И ИХ СВЯЗЬ С ПЕРЕМЕННЫМИ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ
1 Кафедра экологической инженерии, инженерно-архитектурный факультет, Невшехирский университет Наджи Бекташ Вели, Невшехир, Турция
2 Кафедра молекулярной биологии, факультет искусства и наук, Невшехирский университет Наджи Бекташ Вели, Невшехир, Турция
e-mail: *sevalkokmen@gmail.com
Турция характеризуется многими экологическими параметрами благодаря своему географическому положению, которое позволяет ей обладать богатым биоразнообразием пресноводных экосистем. Исследование проводили на р. Кызылырмак – самой длинной реке (1.355 км) в стране. Она берет начало и впадает в море в пределах ее границ. Река Кызылырмак служит различным сельскохозяйственным, промышленным целям, связанным с питьевой водой, а также рекреационным целям и вносит значительный вклад в экономику региона. Показано распределение фауны макробеспозвоночных реки и оценено влияние переменных окружающей среды на распределение видов. Кроме того, с использованием индексов видового биоразнообразия, таких как рабочая группа по биологическому мониторингу (BMWP), индекса средних значений таксонов (Average Score per Taxon (ASPT)), индекса Шеннона–Винера и анализа выровненности, были определены пространственные и временные сходства и различия. Согласно результатам, десять таксономических групп в реке Кызылырмак принадлежат к следующим категориям: Gastropoda (81.5%), Gammaridae (9.8%), Oligochaeta (6.2%) Chironomidae (2.1%), Hirudinea (0.3%) и другие (0.1%). Индекс Шеннона–Винера и индекс выровненности составили 0.29–1.9 и 0.46–0.14 соответственно. Согласно TR-BMWP индексу качество воды относится к классам от грязной до очень грязной; согласно ASPT индексу качество воды варьирует от умеренно загрязненной до грязной. Корреляционный анализ зависимости между видами и физико-химическими параметрами показал, что на разнообразие фауны донных макробеспозвоночных реки влияют природные и антропогенные факторы.
Ключевые слова: БИОРАЗНООБРАЗИЕ, ПРЕСНОВОДНЫЕ ЭКОСИСТЕМЫ, Р. КЫЗЫЛЫРМАК, ДОННЫЕ МАКРОБЕСПОЗВОНОЧНЫЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040022
ГРОМОВА Е. С.*1, МАХОТИН В. В.1
РАЗНООБРАЗИЕ СПОСОБОВ ЗАХВАТА ПИЩИ КОСТИСТЫХ РЫБ (TELEOSTEI) В СВЯЗИ С МОРФОЛОГИЕЙ ИХ ЧЕЛЮСТНОГО АППАРАТА (ОБЗОР)
1 Московский государственный университет, Москва, Россия
e-mail: *zhenya_s@inbox.ru
Дан обзор особенностей способов начального захвата пищи – всасывания, укуса и броска у различных представителей костистых рыб на дефинитивной стадии развития с характеристикой признаков морфологии их аппарата питания. Описаны новые черты строения челюстного аппарата некоторых видов Teleostei, свидетельствующие о применении ими нескольких вариантов схватывания корма по-отдельности и единовременно во время поимки добычи.
Ключевые слова: КОСТИСТЫЕ РЫБЫ, СПОСОБЫ ЗАХВАТА ПИЩИ, ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ МОРФОЛОГИЯ, АППАРАТ ПИТАНИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040113
НИКИФОРОВ-НИКИШИН А. Л.1, НИКИФОРОВ-НИКИШИН Д. Л.1, КОЧЕТКОВ Н. И.*1
СОСТОЯНИЕ ИЗОЛИРОВАННЫХ ПОПУЛЯЦИЙ ПЕЛЯДИ COREGONUS PELED ГОРНЫХ ОЗЕР АЛТАЯ ПО ГИСТОЛОГИЧЕСКИМ ПОКАЗАТЕЛЯМ И ЭЛЕМЕНТНОМУ СОСТАВУ ХРУСТАЛИКА ГЛАЗА
1 Московский государственный университет технологий и управления им. К.Г. Разумовского, факультет биотехнологий и рыбного хозяйства, Москва, Россия
e-mail: *9150699@mail.ru
Рассмотрено состояние популяции аборигенного вида рыб в трех озерах горного Алтая. Анализ возраста и массы рыб показал, что в исследуемых водоемах в условиях олиготрофных горных озер популяции пеляди Coregonus peled Gmelin, 1788 демонстрировали различную динамику роста. Возрастной состав рыб различался в водоемах: так, в оз. Кеделю-Коль присутствовали особи четырех возрастных групп (от 1+ до 4+), а в оз. Киделю были только годовики. Гистологическое исследование печени и жабр рыб выявило отсутствие значительных аномалий паразитарной и токсикологической природ. Расчет гистопатологического индекса показал, что распространенность и выраженность патологических отклонений достоверно меньше (p < 0.05) в оз. Киделю. Изучение элементного состава хрусталиков пеляди позволило подтвердить отсутствие значительного уровня загрязнения исследуемых водоемов и высокое качество водной среды. Присутствие в отдельных образцах следовых количеств тяжелых металлов может быть связано с геоморфологическими особенностями региона, участвующими в формировании гидрохимического состава воды исследуемых озер. Полученные в исследовании данные свидетельствуют, что популяции пеляди в изолированных горных озерах Алтая по ряду признаков проявляют различную степень угнетения.
Ключевые слова: ГОРНЫЕ ОЗЕРА, ГИСТОПАТОЛОГИЯ, ЭКОЛОГИЯ РЫБ, ЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ ХРУСТАЛИКА.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Алекин О.А. 1970. Основы гидрохимии. Л.: Гидрометеоиздат.
2. Вершинин В.К., Зимин А.Г., Коновалова О.С. 1981. Особенности биологии пеляди Coregonus peled (Gmelin), вселенной в озера Горного Алтая // Исследования планктона, бентоса и рыб Сибири. Томск: Изд-во Томск. гос. ун-та. С. 66.
3. Вершинин В.К., Гундризер А.Н., Зимин А.Г. 1979. Биология муксуна и пеляди, интродуцированных в озера Горного Алтая // Биологические ресурсы Алтайского края и пути их рационального использования. Барнаул: Тез. докл. к конф. Алтайское кн. изд-во. С. 121.
4. Голубцов А.С., Малков Н.П. 2007. Очерк ихтиофауны Республики Алтай: систематическое разнообразие, распространение и охрана. М.: Тов-во науч. изданий КМК.
5. Гундризер А.Н. 1967. Состояние рыболовства и возможности рыбоводноакклиматизационных работ в Горном Алтае // Вопросы сельскохозяйственного рыбоводства и гидробиологии Западной Сибири. Барнаул: Тез. докл. к конф. Алтайское кн. изд-во. С. 90.
6. Журавлев В.Б., Ломакин С.Л. 2013. История акклиматизации и современный состав ихтиофауны сиговых рыб Каракудюрских озер Улаганского района Республики Алтай // Алтайский зоол. журн. № 7. С. 3.
7. Исаков П.В., Селюков А.Г. 2010. Сиговые рыбы в экосистеме Обской губы. Тюмень: Тюмен. гос. ун-т. EDN TJQGVN.
8. Конунова А.Н., Малков Н.П. 2010. Ихтиофауна водоемов Улаганского плато (Восточный Алтай) // Биоразнообразие, проблемы экологии Горного Алтая и сопредельных регионов: настоящее, прошлое, будущее: Матер. Второй междунар. конф. 20–24 сентября. С. 52.
9. Матковский А.К. 2022. Рост муксуна Coregonus muksun в различных условиях водности р. Обь // Биология внутр. вод. № 3. С. 278. https://doi.org/10.31857/S0320965222030147.
10. Попов П.А. 2013. О характере распределения рыб на территории Горного Алтая // Вестн. Томск. гос. ун-та. Биология. № 2 (22). С. 141.
11. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. Москва: Пищ. пром-сть.
12. Руководство по изучению питания рыб в естественных условиях. 1961. М.: Изд-во АН СССР. ▼ Контекст
13. Семенова В.А. 1969. Ресурсы поверхностных вод СССР: Гидрологическая изученность. Т. 15. Вып. 1. Ч. 1. Л.: Гидрометеоиздат.
14. Справочник по гидрохимии. 1989. Л.: Гидрометеоиздат. ▼ Контекст
15. Шестаков А.В. 2021. Размерно-возрастная структура и рост сиговых рыб (Coregonidae) арктического оз. Иони (Восточная Чукотка) // Биология внутр. вод. № 2. С. 171.https://doi.org/10.31857/S0320965221010125.
16. Agamy E. 2012. Histopathological liver alterations in juvenile rabbit fish (Siganus canaliculatus) exposed to light Arabian crude oil, dispersed oil and dispersant // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 75. P. 171. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2011.09.010.
17. Antunes A.M., Rocha T. L., Pires F. S. 2017. Gender-specific histopathological response in guppies Poecilia reticulata exposed to glyphosate or its metabolite aminomethylphosphonic acid // J. Appl. Toxicol. V. 37. № 9. P. 1098. https://doi.org/10.1002/jat.3461.
18. Bernet D., Schmidt H., Meier W. 1999. Histopathology in fish: proposal for a protocol to assess aquatic pollution // J. Fish Dis. V. 22. № 1. P. 25. https://doi.org/10.1046/j.1365-2761.1999.00134.x.
19. Bezmaternykh D.M., Vdovina O.N. 2020. Altitudinal zonality and natural zoning as factors of bottom invertebrate communities formation in lakes of Western Siberia and Russian Altai // Limnol. Freshw. Biol. P. 908. https://doi.org/10.31951/2658-3518-2020-A-4-908.
20. Cerqueira C.C.C., Fernandes M.N. 2002. Gill tissue recovery after copper exposure and blood parameter responses in the tropical fish Prochilodus scrofa // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 52. № 2. P. 83.
21. Costa P.M., Diniz M.S., Caeiro S. et al. 2009. Histological biomarkers in liver and gills of juvenile Solea senegalensis exposed to contaminated estuarine sediments: a weighted indices approach // Aquat. Toxicol. V. 92. №3. P. 202. https://doi.org/10.1006/eesa.2002.2164.
22. Fanta E., Rios F. S.A., Romão S. et al. 2003. Histopathology of the fish Corydoras paleatus contaminated with sublethal levels of organophosphorus in water and food // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 54. № 2. P. 119. https://doi.org/10.1016/S0147-6513(02)00044-1.
23. Fu D., Bridle A., Leef M. et al. 2017. Hepatic expression of metal-related genes and gill histology in sand flathead (Platycephalus bassensis) from a metal contaminated estuary // Mar. Environ. Res. V. 131. P. 80. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2017.09.014.
24. Gashkina N.A., Moiseenko T. I., Shuman L.A. et al. 2022. Biological responses of whitefish (Coregonus lavaretus L.) to reduced toxic impact: Metal accumulation, haematological, immunological, and histopathological alterations // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 239. P. 113659. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2022.113659.
25. Golubtsov A.S., Berendzen P.B., Annett C.A. 1999. Morpholohical variation and taxonomic status of the Altai osman Oreoleuciscus from the upper reaches of the Ob River system // J. Fish Biol. V. 54. P. 879. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1999.tb02039.x.
26. Hayden B., Harrod C., Kahilainen K.K. 2013. The effects of winter ice cover on the trophic ecology of whitefish (Coregonus lavaretus L.) in subarctic lakes // Ecol. Freshw. Fish. V. 22. № 2. P. 192. https://doi.org/10.1111/eff.12014.
27. Kahilainen K., Lehtonen H., Könönen K. 2003. Consequence of habitat segregation to growth rate of two sparsely rakered whitefish (Coregonus lavaretus (L.)) forms in a subarctic lake // Ecol. Freshw. Fish. V. 12. № 4. P. 275. https://doi.org/10.1046/j.1600-0633.2003.00029.x.
28. Konz I., Fernández B., Fernández M. L. et al. 2014. Quantitative bioimaging of trace elements in the human lens by LA-ICP-MS // Anal. and Bioanal. Chem. V. 406. № 9. P. 2343. https://doi.org/10.1007/s00216-014-7617-y.
29. Koroleva I.M., Kashulin N.A. 2016. Histopathological cha-racteristics of coregonus fishes under the impact of metal industry // Contemp. Problems Ecol. V. 9. № 2. P. 210. https://doi.org/10.1134/S1995425516020049.
30. Marigomez I., Soto M., Cancio I. et al. 2006. Cell and tissue biomarkers in mussel, and histopathology in hake and anchovy from Bay of Biscay after the Prestige oil spill (Monitoring Campaign 2003) // Mar. Pollution Bulletin. V. 53. № 5–7. P. 287. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2005.09.026.
31. Marty G.D., Hoffmann A., Okihiro M.S. et al. 2003. Retrospective analysis: bile hydrocarbons and histopathology of demersal rockfish in Prince William Sound, Alaska, after the Exxon Valdez oil spill // Mar. Environ. Res. V. 56. № 5. P. 569. https://doi.org/10.1016/S0141-1136(03)00043-6.
32. Mikaelian I., de Lafontaine Y., Ménard C. et al. 1998. Neoplastic and nonneoplastic hepatic changes in lake whitefish (Coregonus clupeaformis) from the St. Lawrence River, Quebec, Canada // Environ. Health Perspect. V. 106. № 4. P. 179. https://doi.org/10.1289/ehp.98106179.
33. Myers M.S., Johnson L.L., Hom T. et al. 1998. Toxicopathic hepatic lesions in subadult English sole (pleuronectes vetuls) from Puget Sound, Washington, USA: relationships with other biomarkers of contaminant exposure // Mar. Environ. Res. T. 45. № 1. P. 47. https://doi.org/10.1016/S0141-1136(97)00021-4.
34. Phrompanya P., Panase P., Saenphet S. et al. 2021. Histopathology and oxidative stress responses of Nile tilapia Oreochromis niloticus exposed to temperature shocks // Fish. Sci. V. 87. № 4. P. 491. https://doi.org/10.1007/s12562-021-01511-y.
35. Puzanov A.V., Bezmaternykh D.M., Kirillov V.V. et al. 2020. Ecosystem features and environmental problems of lake Teletskoye (Republic of Altai) // Limnol. Freshw. Biol. P. 624. https://doi.org/10.31951/2658-3518-2020-A-4-624.
36. Reis A.B., Sant’Ana D.D. M.G., Azevedo, J.F.D. et al. 2009. The influence of the aquatic environment in tanks sequetially interconnected with PVC pipes on the gill epithelium and lamellas of tilapia (Oreochromis niloticus) // Pesquisa Veterinaria Brasileira. V. 29. P. 303. https://doi.org/10.1590/S0100-736X2009000400005.
37. Sales C.F., Silva R.F., Amaral M.G. et al. 2017. Comparative histology in the liver and spleen of three species of freshwater teleost // Neotropical Ichthyol. V. 15. https://doi.org/10.1590/1982-0224-20160041.
38. Selyukov A.G. 2012. Morphofunctional transformations in fishes of the middle and lower Ob’basin under increasing anthropogenic influence // J. Ichthyol. V. 52. № 8. P. 547. https://doi.org/10.1134/S0032945212040108.
39. Shuman L.A., Selyukov A.G., Nekrasov I.S. et al. 2019. Histopathology and changes of reproductive parameters in peled, Coregonus peled, from the Lower Ob Basin // Russ. J. Ecol. V. 50. № 4. P. 372. https://doi.org/10.1134/S1067413619040143.
40. Simakov I., Nikiforov-Nikishin A., Nikiforov-Nikishin D. et al. 2021. Amphibian and fish eye lens used as biomarker of remote and chronic environmental contamination // Ecologica Montenegrina. V. 45. P. 72. https://doi.org/10.37828/em.2021.45.11.
41. Sutorikhin I.A., Samoylova S.Y., Kolomeitsev A.A. et al. 2020. Hydrometeorological conditions and water regime of the lake Krasilovskoye (Altai krai) in 2013–2017 // Environmental Dynamics and Global Climate Change. V. 11. № 1. P. 49. https://doi.org/10.17816/edgcc34019.
42. Suvarna K.S., Layton C., Bancroft J.D. 2018. Bancroft’s theory and practice of histological techniques E-Book. Amsterdam: Elsevier.
43. Thoolen B., Maronpot R.R., Harada T. et al. 2010. Proliferative and nonproliferative lesions of the rat and mouse hepatobiliary system // Toxicol. Pathol. V. 38. № 7. Suppl. P. 5S. https://doi.org/10.1177/0192623310386499.
44. Van der Oost R., Beyer J., Vermeulen N.P.E. 2003. Fish bioaccumulation and biomarkers in environmental risk assessment: a review // Environ. Toxicol. Pharmacol. V. 13. № 2. P. 57. https://doi.org/10.1016/S1382-6689(02)00126-6.
45. Wolf J.C., Baumgartner W.A., Blazer V.S. et al. 2015. Nonlesions, misdiagnoses, missed diagnoses, and other interpretive challenges in fish histopathology studies: a guide for investigators, authors, reviewers, and readers // Toxicol. Pathol. V. 43. № 3. P. 297. https://doi.org/10.1177/0192623314540229.
46. Wolf J.C., Wolfe M.J. 2005. A brief overview of nonneoplastic hepatic toxicity in fish // Toxicol. Pathol. V. 33. № 1. P. 75. https://doi.org/10.1080/01926230590890187.
47. Wood C.M., Eom J. 2021. The osmorespiratory compromise in the fish gill // Com. Biochem. Physiol. Part A. V. 254. P. 110895. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2021.110895.
48. Yermolaeva N.I., Fetter G.V. 2020. The modern state of zooplankton in Altai high mountain lakes // Limnol. Freshw. Biol. P. 760. https://doi.org/10.31951/2658-3518-2020-A-4-760.
49. Young M.J., Larwood V., Clause J.K. et al. 2022. Eye lenses reveal ontogenetic trophic and habitat shifts in an imperiled fish, Clear Lake hitch (Lavinia exilicauda chi) // Can. J. Fish and Aquat. Sci. V. 79. № 1. P. 21. https://doi.org/10.1139/cjfas-2020-0318.
ЗАВЬЯЛОВ А. В.*1, САМОТОЙ Ю. В.1, СИБИРЦОВА Е. Н.1
РЕГИОНАЛЬНЫЕ РАЗЛИЧИЯ ЗАРАЖЕННОСТИ ЕВРОПЕЙСКОГО АНЧОУСА ENGRAULIS ENCRASICOLUS НЕМАТОДОЙ HYSTEROTHYLACIUM ADUNCUM В ЗИМНИЙ ПЕРИОД У БЕРЕГОВ КРЫМА И КАВКАЗА
1 Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук, Севастополь, Россия
e-mail: *andrej-zavyalov@yandex.ru
Исследованы основные показатели зараженности европейского анчоуса Engraulis encrasicolus (L.) личинками нематод Hysterothylacium aduncum (Rudolphi, 1802) в зимний период в двух районах Черного моря: у берегов Крыма и Кавказа. Выявлены региональные различия показателей интенсивности инвазии у двухлеток и трехлеток, экстенсивности инвазии у трехлеток, отсутствие существенных различий значений индекса обилия. Проанализированы основные факторы, определяющие региональные различия зараженности хамсы в исследованных районах.
Ключевые слова: ХАМСА, НЕМАТОДА HYSTEROTHYLACIUM ADUNCUM, ЖИЗНЕННЫЙ ЦИКЛ, РАЦИОН ПИТАНИЯ, ИНВАЗИЯ, МИГРАЦИИ, ЧЕРНОЕ МОРЕ.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Альтман Э.Н., Гертман И.Ф., Голубева З.А. 1987. Климатические поля солености и температуры воды Черного моря // Государственный комитет СССР по гидрометеорологии и контролю природной среды. Севастополь: Гос. океанограф. ин-т.
2. Быховская-Павловская И.Е. 1985. Паразиты рыб: руководство по изучению. Л.: Зоол. ин-т АН СССР.
3. Гаевская А.В. 2005. Анизакидные нематоды и заболевания, вызываемые ими у животных и человека. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика.
4. Данилевский Н.Н., Камбуров Т.Г. 1969. К изучению распределения анчоусов азово-черноморского бассейна при помощи овоцито-паразитологического метода // Вопр. ихтиологии. Т. 9. Вып. 6 (59). С. 1118.
5. Дехник Т.В. 1954. Размножение хамсы и кефали в Черном море // Тр. ВНИРО. Т. 28. С. 34.
6. Завьялов А.В. 2006. Особенности развития in vitro яиц черноморской нематоды Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Anisakidae) // Проблемы биологической океанографии XXI века: Тез. междунар. науч. конф., посвящ. 135-летию Института биологии южных морей (19–21 сентября 2006 г.). Севастополь. С. 145.
7. Завьялов А.В. 2007. Особенности размножения и развития черноморской нематоды Hysterothylacium aduncum (Rud., 1802) // Заповедники Крыма-2007: Матер. 4-й междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 10-летию проведения междунар. семинара “Оценка потребностей сохранения биоразнообразия Крыма” (Гурзуф, 1997) (Симферополь, Крым, 2 ноября 2007 г.). Ч. 2: Зоология. Симферополь. С. 53.
8. Завьялов А.В. 2016. Структурно-функциональная организация паразитарной системы нематоды Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Аscaridata) на ценотическом уровне в условиях морских биоценозов крымского прибрежья // Экологические и эволюционные механизмы структурно-функционального гомеостаза живых систем: Матер. XIV междунар. науч.-практ. экологической конф. 4–8 октября 2016 г., Белгород: ИД “Белгород” НИУ “БелГУ”. С. 58.
9. Загородняя Ю.А., Павловская Т.В., Морякова В.К. 2003. Современное состояние зоопланктона у берегов Крыма // Современное состояние биоразнообразия прибрежных вод Крыма (черноморский сектор). Гл. 2. Севастополь: Ин-т биологии южных морей им. А. О. Ковалевского. С. 49.
10. Зуев Г.В. 2014. Внутривидовая дифференциация и распространение европейского анчоуса Engraulis encrasicolus (L.) (Engraulidae: Piscеs) в Чeрном и Азовском морях // Морской экол. журн. Т. 13. № 3. С. 19.
11. Иванов В.А. 2006. Гидрологический и гидрохимический режим Севастопольской бухты и его изменение под действием климатических и антропогенных факторов. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика.
12. Коснырев В.К., Михайлова Э.Н., Станичный С.В. 1996. Апвеллинг в Черном море по результатам численных экспериментов и спутниковым данным // Морской гидрофиз. журн. № 5. С. 23.
13. Матковский А.К., Красноперова Т.А. Рост муксуна Coregonus muksun в различных условиях водности Обь // Биология внутр. вод. 2022. № 3. С. 278.https://doi.org/10.31857/S0320965222030147.
14. Мосеян Г.В., Дудкин С.И., Стрижакова Т.В. 2021. Оценка зараженности хамсы Engraulis encrasicolus нематодой Hysterothylacium aduncum // Рыбн. хоз-во. № 6. С. 25.
15. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. М.: Пищ. пром-сть.
16. Современное состояние биоразнообразия прибрежных вод Крыма: (черноморский сектор): 2003 // НаН Украины. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика.
17. Темных А.В. 2018. Видовая хорологическая структура мезопланктона Северной части Черного моря: Автореф. дис. … канд. биол. наук. Севастополь.
18. Чугунова Н.И. 1959. Руководство по изучению возраста и роста рыб (методическое пособие по ихтиологии). М.: Изд-во АН СССР.
19. Adroher E.J., Malagon D., Valero A. et al. 2004. In vitro development of the fish parasite Hysterothylacium aduncum from the third larval stage recovered from a host to the third larval stage hatched from the egg // Dis. Aquat. Organ. V. 58 (1). P. 41.
20. Iglesias R., Valero A., Galvez L. et al. 2002. In vitro cultivation of Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Anisakidae) from 3-stage larvae to egg-laying adults // Parasitology. V. 125 (5). P. 467.
21. Kөie M. 1993. Aspects of the life cycle and morphology of Hysterothylacium aduncum (Rudolphi, 1802) (Nematoda: Ascaridoides, Anisakidae) // Can. J. Zool. V. 71 (7). P. 1289.
22. Yoshinaga T., Ogawa K., Wakabayashi H. 1987. Experimental life cycle of Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Anisakidae) in fresh water // Fish Pathol. V. 22 (4). P. 243.
МАРТЕМЬЯНОВ В. И.*1, МАРКИЯНОВА М. Ф.2
СОДЕРЖАНИЕ НАТРИЯ, КАЛИЯ, КАЛЬЦИЯ, МАГНИЯ В ОРГАНИЗМЕ ЛИЧИНОК ВИДОВ ДВОЙНИКОВ CHIRONOMUS BALATONICUS И CHIRONOMUS PLUMOSUS В ЗАВИСИМОСТИ ОТ СОЛЕНОСТИ СРЕДЫ
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
2 Институт океанологии им. П.П. Ширшова Российской академии наук, Москва, Россия
e-mail: *martem@ibiw.ru
Толерантные диапазоны солености достигают 0.008–6 и 0.09–9.3 г/л для личинок Chironomus plumosus L., 1758 и Ch. balatonicus Devai, Wülker et Scholl, 1983 соответственно. В толерантном диапазоне солености уровень натрия, калия, кальция, магния в организме Ch. balatonicus находился в пределах 33.9–77.1, 7.7–13.7, 11.9–37.6, 54.7–110.6 ммоль/кг сырой массы соответственно. У личинок III стадии развития Ch. plumosus концентрация натрия, калия, кальция, магния была в пределах 62.7–80.8, 10.6–18, 6.7–12, 2.9–6 ммоль/кг сырой массы, у личинок IV возраста – 49.6–62.3, 9.7–14.8, 42.5–62.2, 47.9–83.4 соответственно. В нормальном интервале солености 0.8–5.3 г/л концентрация натрия в организме Ch. balatonicus поддерживалась на постоянном уровне, в критически низкой зоне 0.8–0.09 г/л – снижалась, в критически высокой 5.3–9.3 г/л – повышалась. В критически низкой и высокой зоне солености способность организма к выживанию снижается. Содержание натрия в организме пресноводных гидробионтов служит надежным критерием для оценки нормальных, критически низких и высоких зон солености.
Ключевые слова: CHIRONOMUS BALATONICUS, CHIRONOMUS PLUMOSUS, ТОЛЕРАНТНЫЙ ДИАПАЗОН, НОРМАЛЬНАЯ, КРИТИЧЕСКИ НИЗКАЯ И КРИТИЧЕСКИ ВЫСОКАЯ ЗОНЫ СОЛЕНОСТИ, НАТРИЙ, КАЛИЙ, КАЛЬЦИЙ, МАГНИЙ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040150
СОЛДАТОВ А. А.
СЛУЧАИ СПОНТАННОГО РОСТА КОНЦЕНТРАЦИИ МЕТГЕМОГЛОБИНА В КРОВИ КОСТИСТЫХ РЫБ НА ПРОТЯЖЕНИИ ГОДОВОГО ЦИКЛА
Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук, Севастополь, Россия
e-mail: *alekssoldatov@yandex.ru
Изучена динамика содержания числа эритроцитов и концентрации метгемоглобина в крови теплолюбивой кефали-сингиля (Chelon auratus Risso, 1810) и холодолюбивой камбалы-глоссы (Platichthysflesus L., 1758) на протяжении годового цикла. О степени зрелости циркулирующей эритроцитарной массы судили на основе построения кислотных эритрограмм. Между числом эритроцитов и концентрацией метгемоглобина в крови обоих видов обнаружена выраженная отрицательная связь (r = = –0.681; –0.778). Показано, что наиболее молодая генерация клеток красной крови появляется в периферической русле у обоих видов в постнерестовый период (1.5–2.0 мес), что отражает активную продукцию эритроцитов гемопоэтической тканью. В остальное время происходит постепенное старение циркулирующей эрироцитарной массы. Это приводит к уменьшению числа эритроцитов в крови и сопровождается ростом концентрации метгемоглобина. Последнее, по-видимому, определяет выработку эритропоэтинов в почках и активирует процессы эритропоэза в гемопоэтической ткани (преднерестовый период).
Ключевые слова: МЕТГЕМОГЛОБИН, ЭРИТРОЦИТЫ, КИСЛОТНЫЕ ЭРИТРОГРАММЫ, ГОДОВОЙ ЦИКЛ, КЕФАЛЬ-СИНГИЛЬ, КАМБАЛА-ГЛОССА.
Показать список литературы
Cписок литературы
1. Золотова Т.Е. 1987. Экспериментальное изучение гемопоэза у рыб: Автореф. канд. дисс. М.: МГУ. 24 с.
2. Кушаковский М.С. 1970. Метгемоглобинемии // Справочник по функциональной диагностике. М.: Медицина. С. 423.
3. Маслова М.Н., Тавровская Т.В. 1991. Динамика сезонных изменений в системе красной крови низших позвоночных: сезонная динамика эритропоэза у форели Salmo gairdneri // Журн. эвол. биохим. физиол. Т. 27. С. 796.
4. Солдатов А.А. 2005. Особенности организации и функционирования системы красной крови рыб (обзор) // Журн. эволюц. биохим. физиол. Т. 41. № 3. С. 217.
5. Солдатов А.А. 2021. Содержание метгемоглобина в крови костистых рыб: влияние факторов среды и естественных процессов в организме (обзор) // Биология внутр. вод. № 6. С. 607. https://doi.org/10.31857/S0320965221060176.
6. Сорвачев К.Ф. 1982. Основы биохимии питания рыб. Москва: Легк. и пищ. пром-сть.
7. Стенко М.И. 1975. Кровь // Справочник по клиническим лабораторным методам исследования. Москва: Медицина. С. 5.
8. Affonso E.G., Polez V.L., Corrêa C.F. et al. 2002. Blood parameters and metabolites in the teleost fish Colossoma macropomum exposed to sulfide or hypoxia // Comp. Biochem. Physiol. Part C. V. 133. Iss. 3. P. 375. https://doi.org/10.1016/s1532-0456(02)00127-8.
9. Andreeva A.M., Ryabtseva I. 2011. Adaptation mechanisms of respiratory blood function in Teleostei // J. Ichthyol. V. 51. № 9. P. 799. https://doi.org/10.1134/S0032945211050018.
10. Andreeva A.Y., Soldatov A.A., Kukhareva T.A. 2017. Black Scorpionfish (Scorpaena porcus) Hemopoiesis: Analysis by Flow Cytometry and Light Microscopy // The Anatom. Rec. V. 300. Iss. 11. P. 1993.https://doi.org/10.1002/ar.23631.
11. Blair B., Barlow C., Martin E. et al. 2020. Methemoglobin determination by multi-component analysis in coho salmon (Oncorhynchus kisutch) possessing unstable hemoglobin // Methods. V. 7. № 100836. https://doi.org/10.1016/j.mex.2020.100836.
12. Chen N., Wu M., Tang G.-P. et al. 2017. Effects of Acute Hypoxia and Reoxygenation on Physiological and Immune Responses and Redox Balance of Wuchang Bream (Megalobrama amblycephala Yih, 1955) // Frontiers in Physiol. V. 8. P. 1. https://doi.org/10.3389/fphys.2017.00375.
13. Chou C.-F., Tohari S., Brenner S., Venkatesh B. 2004. Erythropoietin gene from a teleost fish, Fugu rubripes // Blood. V. 104. P. 1498. https://doi.org/10.1182/blood-2003-10-3404.
14. Fischer U., Ototake M., Nakanishi T. 1998. Life span of circulating blood cells in ginbuna crucian carp (Carassius auratus langsdorfii) // Fish Shellfish Immunol. V. 8. P. 339. https://doi.org/10.1006/fsim.1998.0144.
15. Graham M.S., Fletcher G.L. 1986. High concentrations of methemoglobin in five species of temperate marine teleosts // J. Exp. Zool. V. 239. P. 139. https://doi.org/10.1002/jez.1402390117.
16. Hammer Ø., Harper D.A.T. 2006. Paleontological Data Analysis. Blackwell. https://doi.org/10.1002/jqs.1107.
17. Hardig J., Hoglund L.B. 1983. Seasonal and ontogenetic effects on methaemoglobin and reduced glutathione contents in the blood of reared baltic salmon // Comp. Biochem. Physiol. V. 76A. Iss. 1. P. 27. https://doi.org/10.1016/0300-9629(83)90039-7.
18. Houston A.H., Roberts W.C., Kennington J.A. 1996. Hematological response in fish: pronephric and splenic involvements in the goldfish // Fish Physiol. Biochem. V. 15. № 6. P. 481. https://doi.org/10.1007/BF01874922.
19. Kokkidis M.J., Goubier V., Martin M. et al. 2000. Haematological changes in the blood of cultured black-bass (Micropterus salmoides) during an annual sexual reproductive cycle // Ichtyologie. V. 24. № 3S. P. 113.
20. Krishna M.S., Venkataramana G. 2007. Status of lipid peroxidation, glutathione, ascorbic acid, vitamin E and antioxidant enzymes in patients with pregnancy-induced hypertension // Indian J. Physiol. Pharmacol. V. 51. P. 284.
21. Lai J.C.C., Kakuta I., Mok H.O.L. et al. 2006. Effects of moderate and substantial hypoxia on erythropoietin levels in rainbow trout kidney and spleen // J. Exp. Biol. V. 209. P. 2734. https://doi.org/10.1242/jeb.02279.
22. Maestre R., Pazos M., Medina I. 2009. Involvement of methemoglobin (MetHb) formation and hemin loss in the pro-oxidant activity of fish hemoglobins // J. Agric. Food Chem. V. 57. Iss. 15. P. 7013. https://doi.org/10.1021/jf9006664.
23. Maslova M.N., Soldatov A.A., Tavrovskaya T.V. 1988. Seasonal dynamics in the state of the red blood system of several Black Sea fish // J. Evolutionary Biochem. Physiol. V. 24. № 4. P. 398.
24. Moritz K.M., LimG.B., WintourE.M. 1997. Developmental regulation of erythropoietin and erythropoiesis // Am. J. Physiol. V. 273. P. R1829. 1997.273.6.R1829https://doi.org/10.1152/ajpregu.
25. Percy M.J., Lappin T.R. 2008. Recessive congenital methaemoglobinaemia: cytochrome b(5) reductase deficiency // Br. J. Haematol. V. 141. Iss. 3. P. 298. https://doi.org/10.1111/j.1365-2141.2008.07017.x.
26. Phillips M.C.L., Moyes C.D., Tufts B.L. 2000. The effects of cell ageing on metabolism in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) red blood cells // J. Exp. Biol. V. 203. № 6. P. 1039. https://doi.org/10.1242/jeb.203.6.1039.
27. Pottinger T.G., Pickering A.D. 1987. Androgen levels and erythrocytosis in maturing brown trout, Salmo trutta L. // Fish Physiol. Biochem. V. 3. № 3. P. 121. https://doi.org/10.1007/BF02180413.
28. Powell M.D., Perry S.F. 1997. Respiratory and acid-base pathophysiology of hydrogen peroxide in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Aquat. Toxicol. V. 37. P. 99. https://doi.org/10.1016/S0166-445X(96)00826-0.
29. Rothmann C., Levinshal T., Timan B. et al. 2000. Spectral imaging of red blood cells in experimental anemia of Cyprinus carpio // Comp. Biochem. Physiol. V. 125A. P. 75. https://doi.org/10.1016/s1095-6433(99)00157-9.
30. Sajiki J., Takahashi K. 1991. In Vitro Formation of Methemoglobin by Lipophilic Fractions in Fishes and the Causative Substance // Eisei-Kagaku. V. 37. № 6. P. 467. https://doi.org/10.1248/JHS1956.37.467.
31. Saleh M.C., McConkey S. 2012. NADH-dependent cytochrome b5 reductase and NADPH methemoglobin reductase activity in the erythrocytes of Oncorhynchus mykiss // Fish Physiol. Biochem. V. 38. P. 1807. https://doi.org/10.1007/s10695-012-9677-2.
32. Schechter A.N. 2008. Hemoglobin research and the origins of molecular medicine // Blood. V. 112. Iss. 10. P. 3927. https://doi.org/10.1182/blood-2008-04-078188.
33. Schoore E.J., Simco B.A., Davis K.B. 1995. Responses of blue catfish and channel catfish to environmental nitrite // J. Aquat. Anim. Health. V. 7. P. 304. 2.3.CO;2" xmlns:xlink="http://www.w3.org/1999/xlink">https://doi.org/10.1577/1548-8667(1995)0072.3.CO;2.
34. Shedpure M., Pati A.K. 1996. Do thyroid and testis modulate the effects of pineal and melatonin on haemopoietic variables in Clarias batrachus? // J. Biosci. V. 21. № 6. P. 797. https://doi.org/10.1007/BF02704721.
35. Soldatov A.A. 2005. Physiological Aspects of Effects of Urethane Anesthesia on the Organism of Marine Fishes // Hydrobiol. J. V. 41. № 1. P. 113. https://doi.org/10.1615/HydrobJ.v41.i1.130.
36. Soldatov A.A., Maslova M.N. 1989. Concentration of methemoglobin in blood of fish in the course of the annual cycle // J. Evolutionary Biochem. Physiol. V. 25. № 4. P. 317.
37. Soldatov A.A., Andreeva A.Y., Kukhareva T.A., Andreenko T.I. 2020. Methemoglobin and the Activities of Catalase and Superoxide Dismutase in Nucleated Erythrocytes of Scorpaena porcus (Linnaeus, 1758) under Experimental Hypoxia (in vitro) // Biophysics (Russian Fe-deration). V. 65. Iss. 3. P. 452. https://doi.org/10.1134/S0006350920030197.
38. Tilak K.S., Veeraiah K., Milton J. 2007. Effects of ammonia, nitrite and nitrate on hemoglobin content and oxygen consumption of freshwater fish, Cyprinus carpio (Linnaeus) // J. Environ. Biol. V. 28. Iss. 1. P. 45.
39. Wdzieczak J., Zalesna G., Bartkowiak A. et al. 1982. Comparative studies on superoxide dismutase, catalase and peroxidase level in erythrocytes and livers of different fresh water and marine fish species // Comp. Biochem. Physiol. V. 73B. Iss. 2. P. 361. https://doi.org/10.1016/0305-0491(82)90298-X.
40. Wickramasinghe S.N. 1993. Erythropoietin and the human kidney: evidence for an evolutionary link from studies of Salmo gairdneri // Comp. Biochem. Physiol. Part A. V. 104A. P. 63. https://doi.org/10.1016/0300-9629(93)90009-s.
41. Woo S.P.S., Liu W., Au D.W.T. et al. 2006. Antioxidant responses and lipid peroxidation in gills and erythrocytes of fish (Rhabdosarga sarba) upon exposure to Chattonella marina and hydrogen peroxide: Implications on the cause of fish kills // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. V. 336. P. 230. https://doi.org/10.1016/j.jembe.2006.05.013.
42. Zikic R.V., Stajn A., Petrovic V.M. 1991. Effect of dexamethasone on the activity of superoxide dismutase and catalase in the tissue and erythrocytes of goldfish // Acta Biol. Jugosl. C. V. 27. Iss. 1. P. 45.
СУББОТКИН М. Ф.1, СУББОТКИНА Т. А.1
ВЛИЯНИЕ МОРФОФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ ИЗМЕНЕНИЙ ОРГАНОВ ИММУННОЙ СИСТЕМЫ НА ЛИЗОЦИМ САМЦОВ ЩУКИ ESOX LUCIUS
1 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
e-mail: -
Концентрация лизоцима в печени, почках, селезенке и сыворотке крови, а также размеры иммунных органов у самцов щуки Esox lucius L. варьируют в разные сезоны года. Концентрации фермента в органах и сыворотке слабо связаны между собой. По абсолютным значениям массы органы демонстрируют сильную взаимосвязь между собой, однако между их соматическими индексами корреляция очень слабая. Размеры органов влияют на концентрацию лизоцима в самих органах и сыворотке. Печень играет главную роль во внутригодовых флуктуациях концентрации лизоцима во всех органах и сыворотке. Почка оказывает противоположное печени, выравнивающее действие на концентрацию фермента в печени и сыворотке. Наиболее глубокие морфофизиологические изменения органов и лизоцима как показателя неспецифического иммунитета совпадают с периодом размножения рыб.
Ключевые слова: КОНЦЕНТРАЦИЯ ЛИЗОЦИМА, СЫВОРОТКА, ОРГАНЫ, СОМАТИЧЕСКИЕ ИНДЕКСЫ, СЕЗОННОСТЬ, КОРРЕЛЯЦИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040241
БАРХАЛОВ Р. М.1,2, СТОЛБУНОВ И. А.3, АРТАЕВ О. Н.3, ТУРБАНОВ И. С.3,4, РАБАЗАНОВ Н. И.1, ХЛОПКОВА М. В.1, КАРАБАНОВ Д. П.3
РАСПРОСТРАНЕНИЕ АМУРСКОГО ЧЕБАЧКА PSEUDORASBORA PARVA (CYPRINIDAE) В ВОДОЕМАХ И ВОДОТОКАХ РЕСПУБЛИКИ ДАГЕСТАН, РОССИЯ
1 Прикаспийский институт биологических ресурсов Дагестанского Федерального исследовательского центра Российской академии наук, Махачкала, Россия
2 Государственный природный заповедник “Дагестанский”, Махачкала, Россия
3 Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, пос. Борок, Россия
4 Череповецкий государственный университет, Череповец, Россия
e-mail: -
Приведены сведения о современном распространении чужеродного вида для ихтиофауны Республики Дагестан, Россия, амурского чебачка Pseudorasbora parva (Temminck et Schlegel, 1846) (Cyprinidae). Установлено, что данный вид встречается фактически во всех исследованных водных объектах: реках Манасозень, Гамриозень, Уллучай, Рубас, Аварское Kойсу (притоке р. Сулак в районе расположения Гоцатлинской ГЭС), оз. Мочох. Вероятно, широкое распространение P. parva связано с экологической пластичностью, миграционной активностью, высоким темпом роста, ускоренным сроком полового созревания и высоким уровнем выживаемости потомства этого вида рыб.
Ключевые слова: БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНВАЗИИ, ЧУЖЕРОДНЫЕ ВИДЫ, АМУРСКИЙ ЧЕБАЧОК, PSEUDORASBORA PARVA, ДАГЕСТАН, НОВЫЕ НАХОДКИ, МОРФОЛОГИЯ.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040046
ШИШОВА Н. В.1, КАУРОВА С. А.1, УТЕШЕВ В. К.1, ГАХОВА Э. Н.1
СРАВНЕНИЕ КРИОРЕЗИСТЕНТНОСТИ ТЕСТИКУЛЯРНЫХ И УРИНАЛЬНЫХ СПЕРМАТОЗОИДОВ ЖАБЫ BUFO BUFO (AMPHIBIA, ANURA, BUFONIDAE) В ПРОЦЕССЕ МЕДЛЕННОГО ЗАМОРАЖИВАВАНИЯ
1 Институт биофизики клетки Российской академии наук Пущинского научного центра биологических исследований Российской академии наук, Пущино, Россия
e-mail: -
Проведено сравнительное исследование морфофункциональных показателей тестикулярных (неактивированных) и уринальных (активированных) сперматозоидов обыкновенной жабы Bufo bufo (L., 1758) до и после криоконсервации. Криоконсервацию осуществляли медленным способом. В качестве криопротекторов использовали 10%-ную сахарозу и 12%-ный диметилформамид. Показано, что пул тестикулярных сперматозоидов содержит значительно больше клеток с аномальной морфологией и до, и после криоконсервации. Осмотичность базовой среды для криозащитного раствора (раствор Рингера для амфибий – 230 мОсм или уринальная плазма – 45 мОсм) оказывала незначительное влияние на выживаемость тестикулярных и уринальных сперматозоидов в процессе криоконсервации. Сравнение морфофункциональных характеристик сперматозоидов до и после замораживания–оттаивания свидетельствует, что криорезистентность тестикулярных и активированных уринальных сперматозоидов различается слабо.
Ключевые слова: СПЕРМАТОЗОИДЫ, КРИОКОНСЕРВАЦИЯ, БЕСХВОСТЫЕ АМФИБИИ, BUFO BUFO.
Показать список литературы
Cписок литературы
DOI: 10.31857/S0320965223040204